Дисфункция тазового дна у женщин в аспекте генетических исследований


DOI: https://dx.doi.org/10.18565/urol.2017.1.76-81

Л.В. Акуленко, Г.Р. Касян, Ю.О. Козлова, Н.В. Тупикина, Д.А. Вишневский, Д.Ю. Пушкарь

1 Кафедра медицинской генетики (зав. – проф. Л.В. Акуленко) ФГБОУ ВО «Московский государственный медико-стоматологический университет им. А. И. Евдокимова» МЗ РФ, Москва, Россия; 2 кафедра урологии (зав. – член-корр. РАН, проф. Д. Ю. Пушкарь) ФГБОУ ВО «Московский государственный медико-стоматологический университет им. А. И. Евдокимова» МЗ РФ, Москва, Россия
Несмотря на растущую распространенность дисфункции тазового дна у женщин, единого мнения о ее этиологии и патогенезе на сегодняшний день не существует. Однако не вызывает сомнений, что это многофакторная патология с наследственной предрасположенностью, развитие которой определяется взаимодействием множественных аддитивных генетических факторов (мутаций и/или полиморфных аллелей) и факторов внешней среды. Представленный обзор мировой литературы позволил обосновать целесообразность поиска конкретных молекулярно-генетических факторов, формирующих структуру наследственной предрасположенности к дисфункции тазового дна у женщин. Было показано, что с развитием пролапса тазовых органов у женщин ассоциируется носительство полиморфного варианта rs1800012 гена COL1A1, генотипа rs1800255-A/A гена COL3A1 и полиморфного варианта гена rs2228480 ESR1, хотя и эти данные противоречивы и все еще нуждаются в верификации на независимых выборках. Систематическое накопление данных, их воспроизведение в разных популяциях и этнических группах необходимы для дальнейшего обобщения всей известной информации о патогенетической и функциональной значимости каждого варианта гена.
Ключевые слова: дисфункция тазового дна, пролапс тазовых органов, генетика

Под дисфункцией тазового дна понимают комплекс нарушений функции связочного аппарата и мышц тазового дна, удерживающих органы малого таза в нормальном положении и обеспечивающих удержание мочи и кала [1–3]. Хотя эти нарушения не приводят к летальным исходам, они оказывают крайне негативное влияние на качество жизни пациенток [4–5].

Наиболее распространенными видами дисфункций тазового дна у женщин являются различные типы недержания мочи (НМ) и кала, хронический цистоуретрит, пролапс тазовых органов (ПТО) и сексуальные дисфункции. Примерно у четверти женщин отмечается одно из клинически значимых тазовых расстройств, а в большинстве случаев наблюдается их сочетание [6–8].

НМ в структуре дисфункций тазового дна у российских женщин составляет 33,6–36,8% [9]. У женщин репродуктивного возраста преобладает стрессовое НМ, у женщин старше 50 лет – смешанный тип НМ. Значимую роль в развитии НМ играет ПТО, возникающий вследствие нарушения функции мышц тазового дна [10].

ПТО в структуре гинекологической патологии в России составляет 28–38,9% [11, 12], в странах Европы – 30,8% [13], в странах Ближнего Востока – 19,9–49,6% [14], в странах Северной и Восточной Африки – 46–56% [15].

В последние годы во всем мире наблюдается рост заболеваемости ПТО [16, 17].

Однако, несмотря на растущую распространенность дисфункции тазового дна у женщин, единого мнения о ее этиологии и патогенезе на сегодняшний день не существует. При этом не вызывает сомнений, что это многофакторная патология, развитие которой детерминировано генетическими и средовыми факторами.

Факторы внешней среды, способствующие развитию дисфункции тазового дна у женщин, изучены достаточно хорошо. К таковым относят травматичные и длительные роды, эстроген-дефицитные состояния, заболевания, сопровождающиеся повышением внутрибрюшного давления (бронхит, бронхиальная астма, запоры и др.), нарушение процессов микроциркуляции крови и лимфы в малом тазу, ожирение, малоподвижный образ жизни [18–20].

Одной из основных причин считается старение организма [20]. Дисфункции тазового дна у женщин развивается преимущественно в позднем репродуктивном и перименопаузальном периодах жизни, и с увеличением возраста частота заболевания прогрессивно увеличивается [21, 22]. Распространенность дисфункции тазового дна среди женщин старше 80 лет в 5 раз превышает таковую среди пациенток в возрасте 20–39 лет [23].

Что же касается генетических факторов, то еще в начале ХХ в. было известно о существовании семейных случаев ПТО. Это обстоятельство послужило основанием для проведения крупномасштабных исследований, направленных на выяснение роли наследственных факторов в развитии дисфункции тазового дна у женщин с использованием классических методов генетического анализа: клинико-генеалогического, популяционно-статистического и близнецового. Обобщенные результаты этих исследований убедительно продемонстрировали, что в семьях пробандов (пациенток) дисфункция тазового дна встречается в 3–5 раз чаще, чем этого следовало бы ожидать, исходя из частоты этой патологии в популяции. Было показано, что для здоровых родственниц пробанда 1-й степени родства (матерей, сестер, дочерей) риск развития аналогичной патологии повышен в 5 раз по сравнению с общепопуляционным риском [24–31].

Формально-генетический анализ, выполненный на материале Шведского и Датского близнецовых регистров, показал, что соотносительный вклад наследственных и средовых факторов в предрасположенность к ПТО составляет 43 и 57% соответственно [32].

Установлено, что в общей структуре ПТО семейные формы (2 и более случаев среди родственниц 1-й степени родства) составляют 28% и что в таких семьях заболевание наследуется по аутосомно-доминантному типу с высокой пенетрантностью [33, 34].

Таким образом, генетико-эпидемиологические исследования обосновали целесообразность поиска конкретных молекулярно-генетических факторов, формирующих структуру наследственной предрасположенности к дисфункции тазового дна у женщин.

Существует множество доказательств, что дисфункция тазового дна у женщин является результатом дисплазии соединительной ткани (ДСТ) и что патологические изменения соединительной ткани больше, чем роды и акушерские травмы тазового дна, способствуют развитию этой патологии. Более того, высказывается мнение, будто без ДСТ значительные изменения тазового дна после родов не возникают. Главная же роль отводится генетическим факторам, обусловливающим патологию соединительной ткани. Беременности и роды считаются провоцирующими факторами [16, 35–38]. Подтверждением тому являются наблюдения, что у некоторых пациенток с синдромами Марфана, Элерса–Данлоса и несовершенного остеогенеза, относящимися к моногенным коллагенопатиям, ПТО может являться одним из проявлений синдрома [39–41]. Кроме того, ПТО часто сочетается с гипермобильностью суставов, варикозным расширением вен нижних конечностей, низкой минеральной плотностью костной ткани, геморроем, стриями и грыжами. Не исключено, что этиология этих форм патологии обусловлена частичной долей общих генетических факторов [34, 42–45].

Международная база данных о генах болезней (HuGENavigator) содержит около 30 публикаций, касающихся поиска генетических факторов, ассоциированных с дисфункциями тазового дна у женщин. Большинство работ посвящено изучению генов, контролирующих процессы синтеза и деградации соединительной ткани, в частности генов коллагена (COL1A1, COL3A1), матриксных металлопротеиназ-1, -3, -9 (MMP1, MMP3, MMP9) и ламинина (LAMC1) [46].

Еще в 1966 г. была высказана гипотеза о роли нарушения метаболизма коллагена в развитии ПТО, основанная на данных о сниженном содержании общего коллагена на 25% в вагинальной эпителиальной ткани у женщин с ПТО по сравнению со здоровыми женщинами [47].

Как известно, коллаген представляет собой фибриллярный белок, составляющий основу соединительной ткани и обеспечивающий ее прочность. Молекула коллагена состоит из трех α-цепей, скрученных в одну регулярную спираль, стабилизированную водородными связями между боковыми группами составляющих ее аминокислот [48]. Аминокислотный состав коллагена характеризуется высоким содержанием остатков глицина (33%), пролина (10%) и оксипролина (10%).

Для поддержки тазовых органов наиболее важны коллагены I и III типов. В большей степени связывающий аппарат представлен коллагеном I типа, придающий связкам прочность за счет длины и толщины волокон, в меньшей степени – коллагеном III типа, увеличение количества которого ассоциировано со снижением механической прочности соединительной ткани [49].

С целью выяснения роли полиморфиза гена COL1A1 в развитии ПТО изучался его полиморфный вариант rs1800012, расположенный в сайте связывания транскрипционного фактора Sp1. Замена нуклеотида гуанина (G) на тимин (Т) в структуре гена COL1A1 приводит к нарушению нормального соотношения аминокислот в молекуле коллагена, вследствие чего ухудшаются его механические свойства. Известно, что полиморфный вариант rs1800012 гена COL1A1 ассоциируется со снижением минеральной плотности костной ткани и остеопорозом, особенно у женщин в постменопаузальном периоде жизни [50].

Однако исследования роли полиморфного варианта rs1800012 гена COL1A1 в развитии ПТО оказались весьма противоречивыми. Так, мета-анализ, выполненный в 2014 г. R.M. Ward и соавт., не подтвердил данные о связи полиморфизма rs1800012 гена COL1A1 с ПТО. Авторы показали, что развитие ПТО ассоциируется не с этим полиморфным вариантом, а с носительством генотипа rs1800255-A/A гена COL3A1, повышающим вероятность развития ПТО в 4,79 раз. По мнению авторов, нуклеотидная замена 2092G>A (rs1800255) приводит к замене аланина на треонин (Ala698Thr), что может влиять на прочность коллагеновых волокон [51].

Другой мета-анализ, выполненный в 2015 г. Cartwright и соавт., не подтвердил ассоциацию rs1800255-A/A гена COL3A1 с развитием ПТО, но подтвердил наличие корреляции полиморфного варианта rs1800012 гена COL1A1 с риском развития ПТО [52].

В отечественных исследованиях связь ПТО с полиморфным вариантом генов COL3A1 (rs1800255) также не подтвердилась, однако в мета-анализе при добавлении автором собственных данных ассоциация ПТО с генотипом rs1800255-А/А гена COL3A1 была достоверно подтверждена [53].

Как в зарубежных, так и в отечественных исследованиях показано, что при ПТО наблюдается повышенная активность матриксных металлопротеиназ (ММР) во влагалищных стенках и крестцово-маточных связках. Известно, что активность матриксных MMP регулируется ингибиторами тканевых металлопротеиназ (TIMP), которые могут блокировать разрушение экстрацеллюлярного матрикса [37, 54–56]. У пациенток с ПТО выявлено снижение уровня экспрессии генов TIMP-1 и TIMP-2 и одновременное повышение активности матриксных MMP [57,58]. Кроме того, выявлена ассоциация ПТО с инсерцией гуанина в положении -1607/-1608 промоторной области гена ММР1 (rs1799750) и инсерцией аденина в положении -1612/-1617 промоторной области гена MMP3 (rs3025058) [59].

Определенный вклад в структуру предрасположенности к ПТО вносит ген LAMC1, кодирующий адгезивный гликопротеин ламинин, который является важным компонентом базальных мембран [60]. Существуют данные, что полиморфный вариант гена LAMC1 (rs 10911193-T) ассоциируется с развитием семейного ПТО [61], а полиморфные варианты гена LAMC1 (rs1413390, rs20563 и rs20558) – с спорадическим ПТО [62].

На формирование цепей коллагена также влияет протеогликан люмикан (ген LUM) и белок фибромодулин (ген FMOD). В эксперименте на животных выявлено, что делеции этих генов приводят к симптомам, напоминающим болезнь Элерса–Данло и другие наследственные заболевания соединительной ткани человека [63]. В биоптате парауретральной ткани всех женщин с ПТО, включенных в исследование, с помощью ПЦР было выявлено снижение экспрессии гена FMOD по сравнению с контролем [64].

При исследовании роли полиморфизма генов рецепторов эстрогенов (ESR1 и ESR2) и прогестерона (PGR) в развитии ПТО были выявлены ассоциации данной патологии с вариантами rs2228480 (ESR1), rs484389 (PGR) и гаплотипом гена ESR2 [65–67].

По данным отечественных исследований, полиморфизм гена рецептора ESR1 встречается у 75,0% пациенток с ПТО и малыми формами ДСТ, а также у 53% пациенток, не имеющих косвенных признаков ДСТ. В той же работе было показано, что при всех рецидивных формах ПТО присутствуют полиморфные генотипы СOL3A1 и ESR1 [68].

Как известно, одним из ключевых компонентов связочного аппарата тазовых органов является эластическое волокно, обусловливающее растяжимость и эластичность соединительной ткани [69]. Синтез и сборка эластических волокон имеют решающее значение для восстановления поддержки тазовых органов после вагинальных родов, а нарушение эластогенеза играет основную роль в развитии ПТО [70, 71]. У женщин, страдающих ПТО, отмечается снижение содержания эластина в стенках влагалища и связках, а также уменьшение ширины эластических волокон, что приводит к ослаблению аппарата, поддерживающего тазовые органы [72, 73].

Важную роль в синтезе и сборке эластических волокон играет белок фибулин-5 (FBLN5) и лизилоксидазоподобный белок 1 (LOXL1), а нарушения в генах, кодирующих эти белки, обусловливают развитие заболеваний, связанных с дефектом соединительной ткани [74]. За последнее десятилетие накопилось достаточное количество работ, доказавших важную роль фибулина-5 в развитии ПТО [55, 70, 75–78]. Так, в эксперименте на животных, заключающемся в растяжении влагалища, имитирующем роды у Fbln5-/-мышей, отмечено быстрое прогрессирование ПТО, которое впоследствии никогда уже не устранялось [69, 70]. Показано, что более чем у 90% нокаутных по данному гену мышей ПТО развивался на шестом месяце жизни даже в отсутствие вагинальных родов, причем иные проявления эластинопатии наблюдались еще на ранних этапах развития, при этом формирование ПТО сопровождалось повышенной активностью MMP9 в стенках влагалища [79].

LOXL1 еще известен как важный генетический фактор развития эксфолиативного синдрома и глаукомы [80].

У Loxl1-/-мышей наряду с ПТО в послеродовом периоде также отмечаются повышенная дряблость и избыточность кожи, эмфизема легких и сосудистые патологии. Данные нарушения сопровождаются накоплением тропоэластина, что свидетельствует о нарушении процесса эластогенеза [81]. Показано, что у нокаутных по Loxl1 мышей тяжелые формы ПТО развиваются уже после первого помета [82].

Интересные данные были получены при изучении роли мутаций в гене митофузина 2-го типа (Mfn2) в этиологии ПТО. Предполагается, что функция этого гена связана с клеточным старением, пролиферацией и апоптозом клеток путем воздействия на митохондриальный синтез. Была измерена экспрессия мРНК, белков митафузина-2 и проколлагенов I и III типов (1A1/1A2/3A1) в фибробластах маточно-крестцовых связок женщин постменопаузального возраста, страдавших ПТО (основная группа) и здоровых женщин (контрольная группа). Как оказалось, в основной группе уровень экспрессии гена Mfn2 был достоверно выше, а проколлагенов I и III типов ниже, чем в контрольной группе, причем это состояние четко коррелировало с длительностью постменопаузы. Полученные результаты автор объясняет апоптозом фибробластов, который связывает с высокой экспрессией митафузина-2 [83].

Кроме того, было показано, что ослабление аппарата, поддерживающего тазовые органы, сопровождается усилением апоптоза в крестцово-маточных связках за счет оксидативного стресса [84]. В связи с этим в качестве генов-кандидатов, участвующих в развитии ПТО, были рассмотрены гены второй фазы системы детоксикации (NAT2, GSTT1, GSTM1, GSTP1). В результате было выявлено, что аллели rs1695-G (Ile105Val) гена GSTP1 (glutathione S-transferase pi 1) и rs1136410-С (Val762Ala) гена PARP1 (poly(ADP-ribose) polymerase 1), участвующего в репарации ДНК, оказывают протективный эффект [85].

В результате 2 полногеномных исследований установлено, что участки хромосом 4q21 (rs1455311), 8q24 (rs1036819), 9q22 (rs430794), 15q11 (rs8027714), 20p13 (rs1810636), 21q22 (rs2236479) и 9q21 ассоциируются с повышенным риском развития ПТО у родственниц 1-й степени родства (матерей, дочерей и сестер) пациенток, страдающих ПТО [86, 87].

Еще в одном полногеномном исследовании было установлено, что ПТО у афроамериканских женщин ассоциируется с полиморфным вариантом гена CPE (carboxypeptidase E, rs28573326), а у испанских женщин – с AL132709.5 (rs1950626). В совокупной выборке значимые эффекты обнаружены для DPP6 (dipeptidyl peptidase like 6, rs11243354) и окологенных вариантов генов PGBD5 (piggyBac transposable element derived 5, rs740494), SHC3 (SHC (Src homology 2 domain containing) transforming protein 3, rs2209875) [88].

В результате экзомного секвенирования биологических образцов, полученных от женщин с ПТО, выявлены две миссенс-мутации в гене сенсорной полинейропатии (WNK1): c.2668G>A (p.G890R) и c.6761C>T (p.P2254L). Валидация этих данных методом Сэнгера позволила выявить еще восемь дополнительных вариантов в гене WNK1, ассоциированных с ПТО [89]. Ген WNK1 (WNK lysine deficient protein kinase 1) кодирует белок, который является ключевым регулятором артериального давления, контролируя транспорт ионов натрия и хлорид-ионов. Мутации в этом гене связаны с псевдогипоальдостеронизмом II типа и наследственной сенсорной невропатией II типа. Следует отметить, что WNK киназы активируют канонический Wnt/ß-катенин сигнальный путь, роль которого в генезе ПТО была доказана ранее [90].

В двух полногеномных исследованиях были выявлены ассоциации шести однонуклеотидных полиморфизмов (SNPs) на участке хромосомы 9q21, ассоциированные с предрасположенностью к развитию тяжелых форм пролапса в семьях европеоидов [86, 87]. В работе отечественных авторов корреляция этих SNPs на участке хромосомы 9q21 с развитием тяжелых форм ПТО в семьях европеоидов верифицирована на независимой выборке. Кроме того, выявлена связь риска развития ПТО с группой генов, отвечающих за минеральную плотность костной ткани (WLS, SP7, MEPE, C6ORF10, CCDC170, SPTBN1). По мнению авторов, данную группу генов в дальнейшем целесообразно изучить в качестве «причинных» генов развития ПТО [53].

Подводя итог анализу мировой литературы, следует отметить, что классические генетико-эпидемиологические исследования предоставили доказательства, что дисфункция тазового дна у женщин является патологией с наследственной предрасположенностью, развитие которой определяется взаимодействием множественных аддитивных генетических факторов (мутаций и/или полиморфных аллелей) и факторов внешней среды.

Последующие исследования, направленные на тестирование генов-кандидатов, формирующих предрасположенность к дисфункции тазового дна у женщин, несомненно, представляют научную ценность, однако убедительны лишь некоторые научные факты. В частности, с развитием пролапса тазовых органов у женщин ассоциируется носительство полиморфного варианта rs1800012 гена COL1A1, генотипа rs1800255-A/A гена COL3A1 и полиморфного варианта гена rs2228480 ESR1, хотя и эти данные противоречивы и все еще нуждаются в верификации на независимых выборках. Задача прикладной генетики в отношении дисфункции тазового дна у женщин сегодня состоит в систематическом накоплении данных, их воспроизведении в разных популяциях и этнических группах, обобщении всей известной информации о патогенетической и функциональной значимости каждого варианта гена.


Литература


1. Ellerkmann R.M., Cundiff G.W., Melick C.F., Nihira M.A., Leffler K., Bent A.E. Correlation of symptoms with location and severity of pelvic organ prolapse. Am J Obstet Gynecol. 2001;185(6):1332–1337.

2. Nygaard I., Barber M.D., Burgio K.L., Kenton K., Meikle S., Schaffer J., Spino C., Whitehead W.E., Wu J., Brody D.J; Pelvic Floor Disorders Network. Prevalence of symptomatic pelvic floor disorders in US women. JAMA 2008;300:1311–1316.

3. Haylen B.T., De Ridder D., Freeman R.M., et al. An International Urogynecological Association (IUGA)/International Continence Society (ICS) joint report on the terminology for female pelvic floor dysfunction. Neurourol Urodyn. 2010;29: 4–20.

4. Fritel X., Varnoux N., Zins M., Breart G., Ringa V. Symptomatic pelvic organ prolapse at midlife, quality of life, and risk factors. Obstet Gynecol. 2009;113(3):609–616.

5. Gvozdev M.Yu., Pushkar’ D.Yu., Tupikina N.V. Questionnaires as a tool to assess the quality of life of the urogynecological patients. Rossiiskii vestnik akushera-ginekologa. 2013;1391:23–30. Russian (Гвоздев М.Ю., Пушкарь Д.Ю., Тупикина Н.В. Вопросники как инструмент оценки качества жизни пациентки урогинекологического профиля. Российский вестник акушера-гинеколога. 2013;1391:23–30).

6. Adjoussou S.A., Bohoussou E., Bastide S., Letouzey V., Fatton B., de Tayac R. Functional symptoms and associations of women with genital prolapse. Prog Urol. 2014;24(8):511–517.

7. Burgio K.L., Matthews K.A., Engel B.T. Prevalence, incidence and correlates of urinary incontinence in healthy, middle-aged women. J Urol 1991;146:1255–1259.

8. Lawrence J.M., Lukacz E.S., Nager C.W., Hsu J.W.Y., Luber K.M. Prevalence and co-occurrence of pelvic floor disorders in community-dwelling women. Obstet Gynecol 2008;111:678–685.

9. Apolikhina I.A., Adikyan V.M. Epidemiological aspects of urinary incontinence. Zhurnal Rossiiskogo obshchestva akusherov-ginekologov. 2005;1:12. Russian (Аполихина И.А., Адикян В.М. Эпидемиологические аспекты недержания мочи. Журнал Российского общества акушеров-гинекологов. 2005;1:12).

10. Gvozdev M.Yu., Pushkar’ D.Yu., Kasyan G.R. et al. Stress urinary incontinence in patients with pelvic organ prolapse. Endoskopicheskaya khirurgiya. 2013;19(4):87–94. Russian (Гвоздев М.Ю., Пушкарь Д.Ю., Касян Г.Р. и др. Недержание мочи при напряжении у пациенток с опущением и выпадением тазовых органов. Эндоскопическая хирургия. 2013;19(4):87–94).

11. Adamyan L.V., Smol’nova T.Yu., Sidorov V.V. Laser Doppler flowmetry to study the microvasculature of patients with genital neoplasms. Voprosy ginekologii, akusherstva i perinatologii. 2006;5:34–39. Russian (Адамян Л.В., Смольнова Т.Ю., Сидоров В.В. Лазерная допплеровская флоуметрия в изучении состояния микроциркуляторного русла у больных с опухолевыми заболеваниями гениталий. Вопросы гинекологии, акушерства и перинатологии. 2006;5:34–39).

12. Krasnopol’skii V.I., Buyanova S.N., Shchukina N.A. et al. Surgical treatment of patients with prolapse of internal genital organs, and the prevention of vaginal prolapse after hysterectomy. Rossiiskii vestnik akushera-ginekologa. 2006;6(4):66–71. Russian (Краснопольский В.И., Буянова С.Н., Щукина Н.А. и др. Хирургическое лечение больных с опущением и выпадением внутренних половых органов и профилактика опущения купола влагалища после гистерэктомии. Российский вестник акушера-гинеколога. 2006;6(4):66–71).

13. Samuelsson E.C., Victor F.T., Tibblin G., Svardsudd K.F. Signs of genital prolapse in a Swedish population of women 20 to 59 years of age and possible related factors. Am. J. Obstet. Gynecol. 1999;180 (2 Pt l): 299–305.

14. Deeb M.E., Awwad J., Yeretzian J.S., Kaspar H.G. Prevalence of reproductive tract infections, genital prolapse, and obesity in a rural community in Lebanon. Bull World Health Organ. 2003;81(9):639–645.

15. Tegerstedt G., Maehle-Schmidt M., Nyrén O., Hammarström M. Prevalence of symptomatic pelvic organ prolapse in a Swedish population. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 2005;16(6):497–503.

16. Radzinskii V.E., Durandin Yu.M., Gagaev Ch.G., Toktar L.R., Marilova N.A., Totchiev G.F., Shalaev O.N. Perineology: diseases of the female perineum in obstetric-gynecologic, sexological, urologic, proctologic aspects. Ed. V.E. Radzinskii. M., 2006; 336 p. Russian (Радзинский В.Е., Дурандин Ю.М., Гагаев Ч.Г., Токтар Л.Р., Марилова Н.А., Тотчиев Г.Ф., Шалаев О.Н. Перинеология: Болезни женской промежности в акушерско-гинекологических, сексологических, урологических, проктологических аспектах. Под редакцией В.Е. Радзинского. М., 2006; 336 с.).

17. Schaffer J.I., Bloom S.L. A randomized trial of the effects of coached vs uncoached maternal pushing during the second stage of labor on postpartum pelvic floor structure and function. Am J Obstet Gynecol. 2005;192(5):1692–1696.

18. Mikhal’chuk N.S., Prudko A.Yu., Nechiporenko N.A. The anatomical and functional condition of the kidneys and urinary tract in women with genital prolapse. Zhurnal Grodnenskogo gosudarstvennogo meditsinskogo universiteta. 2012;4(40):46–49. Russian (Михальчук Н.С., Прудко А.Ю., Нечипоренко Н.А. Анатомическое и функциональное состояние мочевыводящих путей и почек у женщин с генитальным пролапсом. Журнал Гродненского государственного медицинского университета. 2012;4(40):46–49).

19. Lowder J.L., Frankman E.A., Ghetti C., Burrows L.J., Krohn M.A., Moalli P., Zyczynski H. Lower urinary tract symptoms in women with pelvic organ prolapse. Int Urogynecol J. 2010;21(6):665–672.

20. Krissi H., Halperin R., Koren P., Peled Y. The presence and location of estrogen and progesterone receptors in the human pelvic cardinal ligaments. Pelviperineology. 2010;29:17–19.

21. Progetto Menopausa Italia Study Group. Risk factors for genital prolapse in non-hysterectomized women around menopause: Results from a large cross-sectional study in menopausal clinics in Italy. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 2000;93:135–140.

22. Swift S., Woodman P., O’Boyle A., Kahn M., Valley M., Bland D., Wang W., Schaffer J. Pelvic Organ Support Study (POSST): the distribution, clinical definition, and epidemiologic condition of pelvic organ support defects. Am J Obstet Gynecol. 2005;1929(3):795–806.

23. Nygaard I., Barber M.D., Burgio K.L., Kenton K., Meikle S., Schaffer J., Spino C., Whitehead W.E., Wu J., Brody D.J.; Pelvic Floor Disorders Network.. Prevalence of symptomatic pelvic floor disorders in US women. JAMA. 2008;300(11):1311–1316.

24. Chiaffarino F., Chatenoud L., Dindelli M., Meschia M., Buonaguidi A., Amicarelli F., Surace M., Bertola E., Di Cintio E., Parazzini F. Reproductive factors, family history, occupation and risk of urogenital prolapse. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 1999;82(1):63–67.

25. Sharma S., Walia I., Singh A. A case control study on uterine prolapse in a Chandigarh slum. Bull Postgrad Inst Med Educ Res Chandigarh. 2003;37:143–148.

26. Jack G.S., Nikolova G., Vilain E., Raz S., Rodríguez L.V. Familial transmission of genitovaginal prolapse. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 2006;17(5):498–501.

27. Hannestad Y.S., Rortveit G., Daltveit A.K., Hunskaar S. Are smoking and other lifestyle factors associated with female urinary incontinence? The Norwegian EPINCONT Study. BJOG. 2003;110:247–254.

28. McLennan M.T., Harris J.K., Kariuki B., Meyer S. Family history as a risk factor for pelvic organ prolapse. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 2008;19(8):1063–1069.

29. Miedel A., Tegerstedt G., Maehle-Schmidt M., Nyrén O, Hammarström M. Nonobstetric risk factors for symptomatic pelvic organ prolapse. Obstet Gynecol. 2009;113(5):1089–1097.

30. Rodrigues A.M., Oliveira L.M., Martins Kde F., Del Roy C.A., Sartori M.G., Girão M.J., Castro Rde A. Risk factors for genital prolapse in a Brazilian population. Rev Bras Ginecol Obstet. 2009;31(1):17–21.

31. Slieker-ten Hove M.C., Pool-Goudzwaard A.L., Eijkemans M.J., Steegers-Theunissen R.P., Burger C.W., Vierhout M.E. Symptomatic pelvic organ prolapse and possible risk factors in a general population. Am J Obstet Gynecol. 2009;200(2):184 e1–7.

32. Altman D., Forsman M., Falconer C., Lichtenstein P. Genetic influence on stress urinary incontinence and pelvic organ prolapse. Eur Urol. 2008;54(4):918–22.

33. Lince S.L., van Kempen L.C., Vierhout M.E., Kluivers K.B. A systematic review of clinical studies on hereditary factors in pelvic organ prolapse. Int Urogynecol J. 2012;23(10):1327–1336.

34. Mothes A.R., Radosa M.P., Altendorf-Hofmann A., Runnebaum I.B. Risk index for pelvic organ prolapse based on established individual risk factors. Arch Gynecol Obstet. 2016;293(3):617–624.

35. Buyanova S.N., Savel’ev S.V., Fedorov A.A. The role of the CTD in the pathogenesis of genital prolapse. Rossiiskii vestnik akushera-ginekologa. Spetsvypusk. 2008. C. 8–11. Russian (Буянова С.Н., Савельев С.В., Федоров А.А. Роль ДСТ в патогенезе пролапса гениталий. Российский вестник акушера-гинеколога. Спецвыпуск. 2008. C. 8–11).

36. Kluivers K.B., Dijkstra J.R., Hendriks J.C., Lince S.L., Vierhout M.E., van Kempen L.C. COL3A1 2209G>A is a predictor of pelvic organ prolapse. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 2009;20(9):1113–1118.

37. Sukhikh G.T., Danilov A.Yu., Botasheva D.A. The role of immunohistochemical and genetic factors in clarifying the etiology and pathogenesis of genital prolapse in women. Rossiiskii vestnik akushera-ginekologa. 2012;2:47–50. Russian (Сухих Г.Т., Данилов А.Ю., Боташева Д.А. Роль иммуногистохимических и генетических факторов в уточнении этиологии и патогенеза пролапса гениталий у женщин. Российский вестник акушера-гинеколога. 2012;2:47–50).

38. Naftulovich R.A., Yashchuk A.G., Alakaeva D.R., Khusainova R.I. The role of hereditary factors in the occurrence of pelvic organs prolapse. Rossiiskii vestnik akushera-ginekologa. 2014;1:22–26. Russian (Нафтулович Р.А., Ящук А.Г., Алакаева Д.Р., Хусаинова Р.И. Значение наследственных факторов в возникновении пролапса тазовых органов. Российский вестник акушера-гинеколога. 2014;1:22–26).

39. Carley M.E., Schaffer J. Urinary incontinence and pelvic organ prolapse in women with Marfan or Ehlers Danlos syndrome. Am J Obstet Gynec. 2000;182(5):1021–1023.

40. Paladini D., Di Spiezio Sardo A., Mandato V.D., Guerra G., Bifulco G., Mauriello S., Nappi C. Association of cutis laxa and genital prolapse: a case report. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 2007;18(11):1367–1370.

41. Naftulovich R.A., Yashchuk A.G., Maslennikov A.V., Alakaeva D.R. Features of family history in patients with pelvic organs prolapse. Rossiiskii vestnik akushera-ginekologa. 2013;1:30–36. Russian (Нафтулович Р.А., Ящук А.Г., Масленников А.В., Алакаева Д.Р. Особенности семейного анамнеза у пациенток с опущением и выпадением органов малого таза. Российский вестник акушера-гинеколога. 2013;1:30–36).

42. Salter S.A., Batra R.S., Rohrer T.E., Kohli N., Kimball A.B. Striae and pelvic relaxation: two disorders of connective tissue with a strong association. J Invest Dermatol. 2006;126:1745–1748.

43. Lammers K., Lince S.L., Spath M.A., van Kempen L.C., Hendriks J.C., Vierhout M.E., Kluivers K.B. Pelvic organ prolapse and collagen-associated disorders. Int Urogynecol J. 2012;23:313–319.

44. Lee S.W., Cho H.H., Kim M.R., You Y.O., Kim S.Y., Hwang Y.B., Kim J.H. Association between pelvic organ prolapse and bone mineral density in postmenopausal women. J Obstet Gynaecol. 2015;35(5):476–480.

45. Veit-Rubin N., Cartwright R., Singh A.U., Digesu G.A., Fernando R., Khullar V. Association between joint hypermobility and pelvic organ prolapse in women: a systematic review and meta-analysis. Int Urogynecol J. 2015.

46. http://www.cdc.gov/genomics/hugenet/hugenavigator.htm

47. Jackson S.R., Avery N.C., Tarlton J.F., Eckford S.D., Abrams P., Bailey A.J. Changes in metabolism of collagen in genitourinary prolapse. Lancet. 1996;347(9016):1658–1661.

48. Fadeev A.S., Levachev S.M., Izmailova V.N. Monomolecular layers of collagen. Vestnik Moskovskogo universiteta. Seriya 2: Khimiya. 1999;40(4):270–275. Russian (Фадеев А.С., Левачев С.М., Измайлова В.Н. Мономолекулярные слои коллагена. Вестник Московского университета. Серия 2: Химия. 1999;40(4):270–275).

49. Lim V.F., Khoo J.K., Wong V., Moore K.H. Recent studies of genetic dysfunction in pelvic organ prolapse: the role of collagen defects. Aust N Z J Obstet Gynaecol. 2014;54(3):198–205.

50. Mann V., Hobson E.E., Li B., Stewart T.L., Grant S.F., Robins S.P., Aspden R.M., Ralston S.H. A COL1A1 Sp1 binding site polymorphism predisposes to osteoporotic fracture by affecting bone density and quality. J Clin Invest. 2001;107(7):899–907.

51. Ward R.M., Velez Edwards D.R., Edwards T., Giri A., Jerome R.N., Wu J.M. Genetic epidemiology of pelvic organ prolapse: a systematic review. Am J Obstet Gynecol. 2014;211(4):326–335.

52. Cartwright R., Kirby A.C., Tikkinen K.A., Mangera A., Thiagamoorthy G., Rajan P., Pesonen J.S., Ambrose C., Gonzalez-Maffe J., Bennett P., Palmer T., Walley A., Järvelin M.R., Chapple C., Khullar V. Systematic review and meta-analysis of genetic association studies of urinary symptoms and prolapse in women. Am J Obstet Gynecol. 2015;212(2):199.e1–199.e24.

53. Khadzhieva M.B., Kamoeva S.V., Ivanova A.V., Abilev S.K., Sal’nikova L.E. Polymorphism of genes controlling elastogenesis and the risk of pelvic organs prolapse in women. Genetika. 2015;51(10):1191–1198. Russian (Хаджиева М.Б., Камоева С.В., Иванова А.В., Абилев С.К., Сальникова Л.Е. Полиморфизм генов, контролирующих процессы эластогенеза, и риск развития пролапса тазовых органов у женщин. Генетика. 2015;51(10):1191–1198).

54. Liang C.C., Huang H.Y., Tseng L.H. et al. Expression of matrix metalloproteinase-2 and tissue inhibitors of metalloproteinase-1 (TIMP-1, TIMP-2 and TIMP-3) in women with uterine prolapse but without urinary incontinence. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 2010;153:94–98.

55. Budatha M., Roshanravan S., Zheng Q., Weislander C., Chapman S.L., Davis E.C., Starcher B., Word R.A., Yanagisawa H. Extracellular matrix proteases contribute to progression of pelvic organ prolapse in mice and humans. J Clin Invest. 2011;121:2048–2059.

56. Dviri M., Leron E., Dreiher J., Mazor M., Shaco-Levy R. Increased matrix metalloproteinases-1, -9 in the uterosacral ligaments and vaginal tissue from women with pelvic organ prolapse. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 2011;156:113–117.

57. Alarab M., Kufaishi H., Lye S., Drutz H., Shynlova O. Expression of extracellular matrix-remodeling proteins is altered in vaginal tissue of premenopausal women with severe pelvic organ prolapse. Reprod Sci. 2014;21(6):704–715.

58. Wang X., Li Y., Chen J., Guo X., Guan H., Li C. Differential expression profiling of matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases in females with or without pelvic organ prolapse. Mol Med Rep. 2014;10(4):2004–2008.

59. Skorupski P., Jankiewicz K., Miotła P., Marczak M., Kulik-Rechberger B., Rechberger T. The polymorphisms of the MMP-1 and the MMP-3 genes and the risk of pelvic organ prolapse. Int Urogynecol J. 2013;24(6):1033–1038.

60. Chen C., Hill L.D., Schubert C.M., Strauss J.F. 3rd, Matthews C.A. Is laminin gamma-1 a candidate gene for advanced pelvic organ prolapse? Am J Obstet Gynecol. 2010;202(5):505.e1-5.

61. Nikolova G., Lee H., Berkovitz S., Nelson S., Sinsheimer J., Vilain E., Rodríguez L.V. Sequence variant in the laminin gamma1 (LAMC1) gene associated with familial pelvic organ prolapse. Hum Genet. 2007;120(6):847–856.

62. Wu J.M., Visco A.G., Grass E.A., Craig D.M., Fulton R.G., Haynes C., Weidner A.C., Shah S.H. Matrix metalloproteinase-9 genetic polymorphisms and the risk for advanced pelvic organ prolapse. Obstet Gynecol. 2012;120(3):587–593.

63. Jepsen K.J., Wu F., Peragallo J.H., Paul J., Roberts L., Ezura Y., Oldberg A., Birk D.E., Chakravarti S. A syndrome of joint laxity and impaired tendon integrity in lumican- and fibromodulin-deficient mice. J. Biol. Chem. 2002; 277 (38): 3553–35540.

64. Söderberg M.W., Byström B., Kalamajski S., Malmström A., Ekman-Ordeberg G. Gene expressions of small leucine-rich repeat proteoglycans and fibulin-5 are decreased in pelvic organ prolapse. Mol. Hum. Reprod. 2009;15 (4):251–257.

65. Chen H.Y., Chung Y.W., Lin W.Y., Chen W.C., Tsai F.J., Tsai C.H. Estrogen receptor alpha polymorphism is associated with pelvic organ prolapse risk. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 2008;19(8):1159–1163.

66. Chen H.Y., Chung Y.W., Lin W.Y., Chen W.C., Tsai F.J., Tsai C.H. Progesterone receptor polymorphism is associated with pelvic organ prolapse risk. Acta Obstet Gynecol Scand. 2009;88(7):835–838.

67. Chen H.Y., Wan L., Chung Y.W., Chen W.C., Tsai F.J., Tsai C.H. Estrogen receptor beta gene haplotype is associated with pelvic organ prolapse. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 2008;138:105–109.

68. Li E.S., Kappusheva L.M., Karaeva K.Yu. Results of surgical treatment of genital prolapse. Implications of polymorphisms of collagen type III genes and estrogen receptor alpha. Doktor. Ru. Ginekologiya Endokrinologiya. 2015;11 (112):29–34. Russian (Ли Е.С., Каппушева Л.М., Караева К.Ю. Результаты оперативного лечения генитального пролапса. Значение полиморфизмов генов коллагена III типа и рецептора эстрогена альфа. Доктор. Ру. Гинекология Эндокринология. 2015;11 (112):29–34).

69. Kamoeva C.V., Savchenko T.N., Ivanova A.V., Abaeva Kh.A. Contemporary genetic aspects of pelvic organ prolapse in women.. Akusherstvo, ginekologiya i reproduktsiya. 2013;7(1):17–21. Russian (Камоева C.В., Савченко Т.Н., Иванова А.В., Абаева Х.А. Современные генетические аспекты пролапса тазовых органов у женщин. Акушерство, гинекология и репродукция. 2013;7(1):17–21).

70. Drewes P.G., Yanagisawa H., Starcher B., Hornstra I., Csiszar K., Marinis S.I., Keller P., Word R.A. Pelvic organ prolapse in Fibulin-5 knockout mice: pregnancy changes in elastic fiber homeostasis in mouse vagina. Am J Pathol. 2007;170(2):578–589.

71. Liu X., Zhao Y., Pawlyk B., Damaser M., Li T. Failure of elastic fiber homeostasis leads to pelvic floor disorders. Am J Pathol. 2006;168(2):519–528.

72. Yamamoto K., Yamamoto M., Akazawa K., Tajima S., Wakimoto H, Aoyagi M. Decrease in elastin gene expression and protein synthesis in fibroblasts derived from cardinal ligaments of patients with prolapsus uteri. Cell Biol Int. 1997;21:605–611.

73. Karam J.A., Vazquez D.V., Lin V.K., Zimmern P.E. Elastin expression and elastic fibre width in the anterior vaginal wall of postmenopausal women with and without prolapse. BJU Int. 2007;100(2):346–350.

74. Nakamura T., Lozano P.R., Ikeda Y., Iwanaga Y., Hinek A., Minamisawa S., Cheng C.F., Kobuke K., Dalton N., Takada Y., Tashiro K., Ross Jr J., Honjo T., Chien K.R. Fibulin-5/ DANCE is essential for elastogenesis in vivo. Nature. 2002;10;415(6868):171–175.

75. Klutke J., Ji Q., Campeau J., Starcher B., Carlos Felix J., Stanczyk F.Z., Klutke C. Decreased endopelvic fascia elastin content in uterine prolapse. Acta Obstetricia et Gynecologica. 2008;87:111–115.

76. Northington G.M. Fibulin-5: two for the price of one maintaining pelvic support. J Clin Invest. 2011;121(5):2048–2059.

77. Zhao B.H., Zhou J.H. Decreased expression of elastin, fibulin-5 and lysyl oxidase-like 1 in the uterosacral ligaments of postmenopausal women with pelvic organ prolapse. J Obstet Gynaecol Res. 2012;38:925–931.

78. Zhou Y., Ling O., Bo L. Expression and significance of lysyl oxidase-like 1 and fibulin-5 in the cardinal ligament tissue of patients with pelvic floor dysfunction. J Biomed Res. 2013;27:23–28.

79. Wieslander C.K., Rahn D.D., McIntire D.D., Acevedo J.F., Drewes P.G., Yanagisawa H., Word R.A. Quantification of Pelvic Organ Prolapse in Mice: Vaginal Protease Activity Precedes Increased MOPQ Scores in Fibulin 5 Knockout Mice. Biol Reprod. 2009;80(3):407–414.

80. Ji Q.S., Qi B., Wen Y.C. et al. The association of LOXL1 polymorphisms with exfoliation syndrome/glaucoma: Meta-analysis. Int J Ophthalmol. 2015;8(1):148–156.

81. Liu X., Zhao Y., Gao J., Pawlyk B., Starcher B., Spencer J.A., Yanagisawa H., Zuo J., Li T. Elastic fiber homeostasis requires lysyl oxidase-like 1 protein. Nat Genet. 2004;36(2):178–182.

82. Ferrell G., Lu M., Stoddard P. A single nucleotide polymorphism in the promoter of the LOXL1 gene and its relationship to pelvic organ prolapse and preterm premature rupture of membranes. REPROD SCI. 2009;16(5):438–446.

83. Chen H.Y., Lu Y., Qi Y., Bai W.P., Liao Q.P. Relationship between the expressions of mitofusin-2 and procollagen in uterosacral ligament fibroblasts of postmenopausal patients with pelvic organ prolapse. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 2014;174:141–145.

84. Kim E.J., Chung N., Park S.H., Lee K.H., Kim S.W., Kim J.Y., Bai S.W., Jeon M.J. Involvement of oxidative stress and mitochondrial apoptosis in the pathogenesis of pelvic organ prolapse. J Urol. 2013;189(2):588–594.

85. Kim J.Y., Kim E.J., Jeon M.J., Kim R., Lee M.W., Kim S.W. Association between susceptibility to advanced pelvic organ prolapse and glutathione S-transferase P1 Ile105Val polymorphism. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 2014;175:205–208.

86. Allen-Brady K., Cannon-Albright L., Farnham J.M., Teerlink C., Vierhout M.E., van Kempen L.C., Kluivers K.B., Norton P.A. Identification of six loci associated with pelvic organ prolapse using genome-wide association analysis. Obstet Gynecol. 2011;118(6):1345–1353.

87. Allen-Brady K., Norton P.A., Farnham J.M., Teerlink C., Cannon-Albright L.A. Significant linkage evidence for a predisposition gene for pelvic floor disorders on chromosome 9q21. Am J Hum Genet. 2009;84(5):678–682.

88. Giri A., Wu J.M., Ward R.M., Hartmann K.E., Park A.J., North K.E., Graff M., Wallace R.B., Bareh G., Qi L., O’Sullivan M.J., Reiner A.P., Edwards T.L., Velez Edwards D.R. Genetic Determinants of Pelvic Organ Prolapse among African American and Hispanic Women in the Women’s Health Initiative. PLoS One. 2015;10(11):e0141647.

89. Rao S., Lang J., Zhu L., Chen J. Exome Sequencing Identifies a Novel Gene, WNK1, for Susceptibility to Pelvic Organ Prolapse (POP). PLoS One. 2015;10(3):e0119482.

90. Wang Z., Shi H.H., Chen G., Zhu L. Role of canonical Wnt signaling transduction pathway in the pathogenesis of pelvic organ prolapse. Zhonghua Yi Xue Za Zhi. 2012;92(24):1669–1673.


Об авторах / Для корреспонденции


А в т о р д л я с в я з и: Н. В. Тупикина – к.м.н., старший лаборант кафедры урологии ФГБОУ ВО «Московский государственный медико-стоматологический университет им. А.И. Евдокимова» МЗ РФ, Москва, Россия; e-mail: tatatu@yandex.ru


Бионика Медиа