Basal-luminal epithelial cell differentiation in prostate cancer is associated with epithelial-mesenchymal transition and epithelium migration in the mesenchyme


O.V. Korshak, E.N. Sushilova, M.A. Voskresenskii, R.V. Grozov, B.K. Komyakov, A.Y. Zarytskey, B.V. Popov

Institute of Cytology RAS, St.Petersburg; Multidisciplinary City Hospital №2, St.Petersburg; Almazov North-Western Federal Medical Research Centre, St.Petersburg; I.I. Mechnikov North-Western State Medical University, Minzdrav, Russia
Aim In patients with prostate cancer to trace the pathway of the malignant cells of the basal layer of the prostate epithelium during their differentiation into luminal cells and/or migration in the mesenchyme.
Materials and methods We used histological and immunohistochemical staining of the markers of the basal layer of the prostate: cytokeratin 5 (CK5), E-cadherin and AMACR, and Western blot to assess the production of the same markers in epithelial and stromal compartments of malignant and normal prostate tissue in patients with prostate cancer.
Results Our findings revealed that prostate cancer is associated with losing of the basal epithelial layer in the prostate tumor tissue, which is accompanied by a complete loss of CK5 secretion, increased levels of E-cadherin and AMACR in luminal epithelium and the emergence of cells producing E-cadherin and AMACR in the stromal compartment of the prostate.
Discussion These findings suggest that in prostate cancer the transformation the basal layer of the epithelial cells is associated with their differentiation into luminal cells and migration into the surrounding mesenchyme due to epithelial-mesenchymal transition.
Conclusion Prostate cancer pathogenesis of associated with changes in epithelial cell pathways and the levels of the markers’ expression. Their assessment can be used for studying the disease mechanisms and seeking new diagnosis and treatment options.

Введение. РПЖ является четвертым по частоте раковым заболеванием в популяции и вторым – среди мужского населения во всем мире, количество новых случаев РПЖ в 2012 г. составило 15% от числа всех раковых заболеваний у лиц мужского пола [1]. РПЖ – возрастное заболевание; с 2007 по 2011 г. 0,6% заболеваний было выявлено среди пациентов 35–44 лет; 9,7% – 45–54; 32,7% – 55–64; 36,3% – 65–74; 16,8% – 75–84 лет и 3,8% – после 85 лет [2]. Вследствие старения населения во всем мире и усовершенствования методов диагностики заболеваний ПЖ число зарегистрированных случаев РПЖ прогресcивно растет [3], однако проблема ранней диагностики этого заболевания остается актуальной [4].

Эпителиальная ткань ПЖ формируется клетками трех типов: люминальных, базальных и нейроэпителиальных [5]. Люминальные клетки составляют основную массу эпителия ПЖ, они выполняют секреторную функцию, экспрессируют цитокератины (ЦК) 8, 18, рецептор для андрогенов, простатспецифический антиген (ПСА), маркерный белок Nkx3.1 [6]. Клетки базального слоя формируют базальную мембрану, отделяют эпителиальную ткань от подлежащей мезенхимы, продуцируют ЦК5, 14, белок семейства опухолевого супрессора р53–р63 и формируют нишу для тканеспецифических стволовых клеток (СК) [7]. Нейроэндокринные клетки представляют третий и самый малочисленный тип клеток эпителия ПЖ, функция которого не установлена [8].

В ткани простаты при РПЖ доминирует люминальный фенотип, поэтому в начале изучения патогенеза этого заболевания считалось, что мишенью раковой трансформации являются люминальные клетки. В последующем оказалось, что РПЖ рецидивирует после антигормональной терапии, к которой чувствительны люминальные, а не базальные клетки. Первичные культуры трансформированных базальных клеток ПЖ принимают люминальный фенотип [9]. При трансплантации под капсулу почки иммунодефицитных мышей вместе с эмбриональными мезенхимными клетками урогенитального синуса базальные, но не люминальные клетки ПЖ формируют железистые структуры, которые содержат все типы эпителиальных клеток этого органа [10]. При инфицировании сортированных с помощью проточной цитометрии эпителиальных клеток ПЖ лентивирусами, содержащими различные онкогены, только базальные клетки формируют аденокарциномы [11].

В литературе обсуждается точка зрения о патогенетической роли нарушения программы эпителиальной дифференцировки в инициации РПЖ. Более чем в 50% случаев РПЖ идентифицированы рекомбинантные белки TMPRSS2-Ets, которые формируются в результате хромосомной транслокации [12]. Возможно, такие белки вызывают дифференцировку базальных клеток при РПЖ. На моделях трансгенных животных экспрессия рекомбинантных белков, содержащих Ets, вызывает РПЖ и редукцию клеток базального слоя в случае дополнительной продукции факторов Erg и Etv1 [13, 14].

По современным представлениям, возникновение и метастазирование опухоли инициируются небольшой субпопуляцией раковых стволовых клеток (РСК), обладающих, подобно нормальным СК, способностью к самоподдержанию и дифференцировке в разнообразные клеточные типы, составляющие ткань опухоли [15–17]. Раковые СК формируются в результате эпителиально-мезенхимного перехода (ЭМП), в ходе которого поляризованные неподвижные эпителиальные клетки теряют полярность и превращаются в подвижные мезенхимные циркулирующие клетки [18]. Способность к ЭМП наделяет РСК при различных формах рака метастатическими свойствами. ЭМП регулируется специфическими транскрипционными факторами Snail, Zeb, Twist (ТФ-ЭМП), экспрессия которых носит тканеспецифический характер [19]. Эти факторы транскрипционно подавляют экспрессию Е-кадхерина и способствуют продукции мезенхимных факторов полярности.

Клетки базального слоя имеют более мезенхимный фенотип по сравнению с люминальными клетками, что связано с экспрессией генов, ассоциированных с ЭМП. Например, мкРНК miR-200, которая позитивно регулирует экспрессию Е-кадхерина, продуцируется на более высоком уровне в люминальных по сравнению с базальными клетках. Механизм действия miR-200 связан с уменьшением продукции транскрипционных факторов Zeb1 и Zeb2, тормозящих синтез Е-кадхерина [20]. Возможно, при РПЖ клетки базального слоя приобретают вследствие ЭМП мезенхимный фенотип и покидают железистую ткань, мигрируя в ткань ПЖ.

Цель настоящей работы – проследить за судьбой малигнизированных клеток базального слоя эпителия предстательной железы (ПЖ) больных раком предстательной железы (РПЖ) в ходе их дифференцировки в люминальные клетки и/или миграции в мезенхиму.

Материалы и методы. Образцы ткани ПЖ получали от пациентов, подвергшихся радикальной простатэктомии по поводу РПЖ в урологическом отделении 2-й городской клинической больницы Санкт-Петербурга в соответствии с протоколом этического комитета СПбГБУЗ «Городская многопрофильная больница № 2». Пробы, содержащие опухолевый узел или окружающую его нормальную ткань, помещали в пробирки с 5 мл стерильного физиологического раствора, содержащего 50 мг/мл гентамицина. Каждую из двух проб разделяли острыми ножницами на 2 половины, одну из которых фиксировали в 10 мл 4%-ного параформальдегида в фосфатном буфере (pH – 7,4) для последующей гистологической обработки. Вторая проба предназначалась для экстрагирования общеклеточного белка.

Окраска срезов ткани ПЖ гематоксилином и эозином. Пробы ткани толщиной до 5 мм фиксировали в формалине в течение 40–48 ч, в единичных случаях образцы находились в формалине до 2 нед. Фиксированные образцы в случае необходимости рассекали для получения фрагментов толщиной не более 3 мм, которые промывали под проточной водой в течение 30 мин и подвергали гистологической проводке в аппарате Logos J (Milestone, Италия) по протоколу, рекомендованному производителем оборудования для фрагментов ткани толщиной не более 3 мм: 60%-ный этиловый спирт (ЭТ) – 3 мин при комнатной температуре, 95% ЭТ – 2 смены по 2 мин при комнатной температуре, 95% ЭТ – 25 мин при 65°С с применением электрического и микроволнового нагрева, раствор, включивший несколько реагентов для гистологической проводки (изопреп) («ЭргоПродакшн», Россия), – 72 мин при 68°С с применением электрического и микроволнового нагрева, парафин типа 3 («Thermo Scientific», Германия) – 75 мин при 82°С с применением только электрического нагрева. Далее образцы ткани заливали в парафин типа 9 («Thermo Scientific», Германия). С парафиновых блоков с помощью ротационного микротома HM 340E («Thermo Scientific», Германия) получали срезы толщиной 2,5 мкм, которые монтировали на специальных предметных стеклах Superfrost Plus («Thermo Scientific», Германия). Стекла помещали в термостат на ночь при 37°С для оптимальной адгезии срезов. Окрашивание срезов проводили в автоматическом режиме на аппарате Leica ST5020 («Leica Microsystems», Германия) по следующему протоколу: ксилол («Вектон», Россия) – 3 смены по 2 мин, изопреп – 3 смены по 2 мин, проточная вода – 1 мин, дистиллированная вода – 1 мин, гематоксилин Карацци («ЭргоПродакшн», Россия) – 5 мин, проточная вода – 5 мин, дистиллированная вода – 1 мин, 1%-ный водный эозин («ЭргоПродакшн», Россия) – 5 с, проточная вода – 2 мин, изопреп – 2 смены по 1 мин, ксилол – 3 смены по 1 мин. Окрашенные срезы заключали под покровные стекла в аппарате для автоматического заключения Leica CV5030 («Leica Microsystems», Германия), использовав среду Leica CV Mount («Leica Biosystems», Германия).

Иммуногистохимическая окраска тканей, фиксированных в формалине. С парафиновых блоков с помощью ротационного микротома HM 340E («Thermo Scientific», Германия) получали срезы толщиной 2,5 мкм, которые монтировали на предметные стекла с полилизиновым покрытием Polysine slides («Thermo Scientific», Германия). Стекла помещали в термостат на ночь при 37°С для оптимальной адгезии срезов. Для депарафинирования и температурной демаскировки антигенов использовали однократные растворы буферов, разведенные из концентратов Dewax and HIER Buffer (15x) («Thermo Scientific», Германия). Депарафинирование и демаскировку проводили в устройстве PT Module («Thermo Shandon», Германия) по следующей схеме: препараты погружали в предварительно нагретый до 65°С буфер, нагревали до 98°С и поддерживали эту температуру в течение 30 мин, затем остужали буфер с погруженными в него препаратами до 65°С. После этого препараты ополаскивали в дистиллированной воде, обводили срезы гидрофобным карандашом Elite PAP Pen («Diagnostic Biosystems», США) и помещали в однократный раствор трис-буфера (1 x TBS) на 5 мин. Для постановки иммуногистохимической реакции использовали систему UltraVision Quanto Detection System («Thermo Scientific», Германия) в соответствии с инструкцией производителя: UltraVision Hydrogen Peroxide Block – 10 мин, 1xTBS – 2 смены по 5 мин, UltraVision Protien Block – 5 мин, 1xTBS – 2 смены по 5 мин, инкубация с первыми антителами, 1xTBS – 2 смены по 5 мин, Primary Antibody Amplifier Quanto – 10 мин, 1xTBS – 2 смены по 5 мин, HRP Polymer Quanto – 10 мин, 1xTBS – 2 смены по 5 мин, DAB Quanto – 5 мин. Далее препараты ополаскивали в дистиллированной воде и докрашивали ядра гематоксилином в автоматическом режиме на аппарате Leica ST5020 («Leica Microsystems», Германия) по следующему протоколу: гематоксилин Карацци («ЭргоПродакшн», Россия) – 3 мин, проточная вода – 1 мин, 1xTBS (для подсинивания ядер) – 2 мин, проточная вода – 1 мин, изопреп («ЭргоПродакшн», Россия) – 2 смены по 1 мин, ксилол (Вектон, Россия) – 3 смены по 1 мин. Окрашенные препараты заключали под покровные стекла в аппарате для автоматического заключения Leica CV5030 («Leica Microsystems», Германия), использовав заключающую среду Leica CV Mount («Leica Biosystems», Германия). Цитокератин 5 выявляли готовыми к употреблению мышиными моноклональными антителами против цитокератина 5/6 человека («Dako», Дания; кат. № IS780); AMACR – мышиными моноклональными антителами против AMACR человека («Abcam»; кат. № ab63340) в разведении 1:10000; Е-кадхерин – готовыми к употреблению кроличьими моноклональными антителами («Thermo Scientific»; кат. № RM-2100) в разведении 1:60; актин – мышиными моноклональными против β-актина в разведении 1:10000 («Sigma», США, кат. № A5441); в качестве вторых антител использовали Fab-фрагмент козлиных и кроличьих иммуноглобулинов, конъюгированных с пероксидазой хрена, против легких и тяжелых цепей иммуноглобулинов кролика или мыши («Jackson Immunolabs», США).

Электрофорез и иммуноблотинг. Для получения белковых экстрактов образцы ткани массой 10 мг помещали в пробирки со 100 мкл лизирующего буфера, содержащего 1% додецилсульфата натрия (SDS), 50 мМ Трис-HCl (pH 6.8), 100 мМ β-меркаптоэтанола, коктейли ингибиторов протеаз и фосфатаз («Sigma», США); обрабатывали ультразвуком с амплитудой 70% на соникаторе Cole-Parmer 130-Watt Ultrasonic Processor (США) 6 раз по 10 с, инкубировали 20 мин при 0˚С и центрифугировали 15 мин при 13 тыс. g и 4˚С, отбирали супернатант. Концентрацию общего белка в экстрактах определяли при помощи набора реагентов Pierce BCA Protein assay kit («Thermo Scientific», США). Электрофорез белков проводили в 8%-ном полиакриламидном геле, содержащем SDS в камере Mini-PROTEAN Tetra cell («Bio-Rad», США). На дорожку геля наносили 25 мкл экстракта, содержавшего 40 мкг общего белка. После электрофореза белки переносили с геля на мембрану PVDF («Millipore», США) и визуализировали с помощью специфических антител и реактива, усиливавшего хемилюминисценцию (ECL) («Sigma», США).

Результаты. Гистологическая характеристика ткани ПЖ пациентов с РПЖ при окраске гематоксилином и эозином. Проведен анализ экспрессии маркеров в материале из опухолевой и окружающей нормальной ткани, полученном от 4 пациентов в возрасте от 59 до 72 лет, уровень ПСА в сыворотке крови которых составлял 8,5–10 нг/мл. Эти пациенты были отобраны по результатам предварительного гистологического скрининга образцов ткани ПЖ от 20 пациентов, подвергшихся радикальной простатэктомии. Образцы ткани ПЖ, взятые из опухоли и окружающей ее нормальной ткани в ходе оперативного вмешательства, подвергали гистологическому анализу после фиксации и окраски гематоксилином и эозином. В случае отсутствия характерных для РП морфологических изменений образцы ткани не использовали для оценки экспрессии функционально различных маркеров.

При малом увеличении в нормальной ткани ПЖ видны альвеолярно-трубчатые эпителиальные железы различных размеров в продольном и поперечном сечениях, разделенные прослойками соединительной ткани различной толщины (рис. 1, I). В опухолевых образцах при малом увеличении обращала на себя внимание гиперплазия железистой ткани, проявлявшаяся в значительном увеличении числа мелких и средних желез с небольшими внутренними просветами и узкими прослойками разделяющей их соединительной ткани (рис. 1, IV). При большем увеличении в нормальной железистой ткани отчетливо выражен базальный слой, состоящий из уплощенных клеток с плотными ядрами, формирующими прерывистую внешнюю окружность железы. Люминальный слой, представленный столбчатыми клетками со светлыми ядрами и четко очерченной цитоплазмой отдельных клеток, формирующих эпителиальный пласт внутри просвета железы, располагался сразу над базальным слоем (рис. 1, II, III). При том же увеличении в опухолевой ткани видна измененная структура эпителиальных желез, базальный слой клеток отсутствовал и в местах его расположения формировались множественные пустоты между мезенхимной и эпителиальной тканью, клетки люминального слоя теряли столбчатую форму, приобретали вакуоли, их ядра становились гиперхромными (рис. 1, V, VI).

Иммуногистохимическая характеристика ткани ПЖ пациентов с РПЖ при окраске на ЦК5, Е-кадхерин и AMACR. Антитела к ЦК5 окрашивают в нормальной ткани ПЖ цитоплазму и плазматическую мембрану клеток базального слоя сплошной линией, окружающей железу, которая изредка прерывается в местах отсутствия базальных клеток (рис. 2, I, II). Интенсивность окраски на ЦК5 усиливается по всей окружности цитоплазматической мембраны, формируя четкие границы между зонами, которые занимают базальные, люминальные и мезенхимные клетки (рис. 2, II, III). Трансформированные клетки люминального слоя и окружающая мезенхимная ткань не показывали видимых признаков окраски на ЦК5 (рис. 2, IV–VI).

Антитела к Е-кадхерину в нормальной ткани ПЖ наиболее интенсивно окрашивали плазматическую мембрану в области контактов базальных и люминальных клеток (рис. 3, I–III).

Участки плазматических мембран на границах, разделяющих базальный слой и окружающую мезенхиму, а также апикальные поверхности люминальных клеток не окрашивались на Е-кадхерин (рис. 3, II, III). Поверхность опухолевой ткани, окрашенной антителами к Е-кадхерину, значительно возрастала по сравнению с нормальной тканью. В опухолевой ткани на Е-кадхерин окрашивался не только эпителий в железистых структурах, но и многочисленные, небольшие по размерам вновь сформированные скопления из нескольких клеток, расположенных в мезенхиме (рис. 3, IV). Интенсивность и зоны окрашивания мембран увеличивались, в противоположность нормальным клеткам они занимали всю окружность опухолевых клеток, включая как участки, контактирующие с мезенхимой, так и апикальную поверхность люминальных клеток. Секретируемые в просвет канальцев апикальные фрагменты люминальных клеток окружены четко прокрашенной плазматической мембраной, которая в отличие от таковой в нормальных клетках приобретала объемный характер (рис. 3, V,VI).

Прилежащая к опухолевой нормальная ткань ПЖ практически не окрашивалась антителами к AMACR (рис. 4, I–III), лишь в некоторых клетках базального слоя выявлялись отдельные гранулы с большей оптической плотностью, свидетельствующие о продукции этого белка (рис. 4, III). В опухолевой ткани антитела к AMACR выявляли этот белок во всех люминальных клетках, а также в многочисленных клеточных кластерах, расположенных в мезенхиме (рис. 4, IV, V). Материал, окрашиваемый антителами к AMACR, выглядел гранулярным и располагался в апикальной части люминальных клеток (рис. 4, VI).

Оценка продукции ЦК5, Е-кадхерина и AMACR в ткани ПЖ пациентов с РПЖ с помощью иммуноблота. Результаты оценки продукции ЦК5, Е-кадхерина и AMACR в нормальной и опухолевой ткани ПЖ пациентов с РПЖ с помощью иммуноблота в целом подтверждали данные иммуногистохимического исследования. Продукция ЦК5 снижена в опухолевой по сравнению с нормальной ткани пациентов 2 и 4, отсутствует у пациента 1 и не отличается у пациента 3 (рис. 5). Продукция Е-кадхерина в малигнизированной ткани ПЖ превышала таковую в контрольной у всех пациентов, продукция AMACR – у трех, но не выявлялась у четвертого пациента (рис. 5).

Обсуждение. В настоящей работе охарактеризована с помощью гистологической, иммуногистохимической окраски и иммуноблота продукция маркеров базального слоя эпителия: ЦК5, AMACR и Е-кадхерина, в нормальной и опухолевой ткани ПЖ пациентов с РПЖ. Показано, что клетки базального слоя эпителия ПЖ служат мишенью раковой трансформации и их последующая судьба лежит в основе патогенеза РПЖ [21, 22]. С этой точки зрения слежение за продукцией ЦК5, AMACR и Е-кадхерина в различных компартментах ткани ПЖ при РПЖ может пролить свет на механизм развития этого заболевания.

Цитокератин 5 является белком промежуточных филаментов, экспрессирующимся в эпителии базального слоя, в котором располагаются тканеспецифические СК различных органов: кожи, молочной железы, мочевого пузыря, простаты. Продукция ЦК5 супрессируется по мере клеточной дифференцировки и не выявляется на следующем этапе специализации родоначальных клеток [23]. В ткани ПЖ ЦК5 определяется в базальных, но не в других типах эпителиальных клеток, поэтому потеря этого белка используется в качестве индикатора РПЖ [24]. Результаты нашей работы показывают присутствие ЦК5 в базальном слое эпителия нормальной ткани ПЖ пациентов с РПЖ и его полное отсутствие вместе с потерей клеток базального слоя в малигнизированной ткани ПЖ таких пациентов.

Е-кадхерин является опухолевым супрессором и у человека кодируется геном CDH1 [25]. Е-кадхерин располагается в контактных соединениях плазматической мембран и опосредует межклеточную адгезию, играя ключевую роль в формировании слоя связанных между собой неподвижных эпителиальных клеток. Структура Е-кадхерина включает внеклеточный домен, формирующий гомодимеры с внеклеточными кадхериновыми доменами соседних эпителиальных клеток, трансмембранную область и цитоплазматический домен, опосредующий взаимодействие Е-кадхерина с внутриклеточным цитоскелетом. При злокачественной трансформации происходит снижение продукции Е-кадхерина, в котором важную роль играют ТФ-ЭМП, взаимодействующие с промотором CDH1 и подавляющие его экспрессию [26]. При раке поджелудочной железы и толстого кишечника ТФ-ЕМП Snail1 2 взаимодействуют с промотором CDH1, физически связывают белки Ezh2 и Suz12, входящие в состав супрессорного комплекса PRC2, и опосредуют триметилирование сайта Н3К27, способствуя транскрипционной супрессии синтеза Е-кадхерина [27].

Транскрипционная супрессия Е-кадхерина при ПРЖ часто является следствием прямого гиперметилирования его промотора [28]. При потере Е-кадхерина эпителиальные клетки приобретают подвижность, что связано с их способностью к инвазии и метастазированию [29]. Повышенный уровень Ezh2 и снижение экспрессии CDH1 были выявлены при РПЖ [30]. Стоит отметить, что механизм регуляции уровня Е-кадхерина путем метилирования промоутора его гена существует уже в эмбриогенезе и используется клеткой для регуляции роста ПЖ. При снижении уровня Е-кадхерина происходит увеличение подвижности эпителия и рост протоков, но эпителиальные структуры не теряют специфический характер строения [31].

Гистологическая и иммуногистохимическая оценка ЦК5 выявляет его присутствие в базальных клетках эпителия нормальной ткани ПЖ и полную потерю в раковой ткани вместе с клетками базального слоя. Результаты нашей работы показывают, что в нормальной ткани ПЖ Е-кадхерин преимущественно выявляется в участках плазматической мембраны, формирующей контакты между базальными и люминальными клетками и между боковыми поверхностями люминальных клеток. Е-кадхерин отсутствует на поверхности базальных клеток, контактирующих с мезенхимой, и на апикальной поверхности люминальных клеток. В опухолевой ткани ПЖ Е-кадхерин определяется по всей длине плазматической мембраны люминальных клеток, включая фрагменты мембран, окружающих безъядерные участки цитоплазмы люминальных клеток, секретируемых в просвет канальцев. Е-кадхерин выявляется в трансформированной ткани и многочисленных клеточных кластерах, расположенных в мезенхиме ПЖ и состоящих из немногих клеток. Вероятно, в нормальных клетках продукция Е-кадхерина супрессируется в условиях отсутствия межклеточных контактов, например на базальной поверхности клеток базального слоя и апикальной поверхности люминальных клеток эпителия ПЖ. В трансформированных клетках механизм супрессии теряется и Е-кадхерин экспрессируется по всей поверхности люминальных клеток. Появление Е-кадхеринположительных клеток в мезенхиме ПЖ пациентов с РПЖ может быть связано с миграцией трансформированных эпителиальных клеток, которые приобретают подвижность. Повышение продукции Е-кадхерина в цитоплазматической мембране люминальных клеток может сочетаться со снижением общего уровня его экспрессии за счет потери клеток базального слоя, которые продуцируют такой белок в нормальных условиях [32]. Существующие противоречия между повышением уровня Е-кадхерина при РПЖ и ожидаемым его снижением при ЭМП, возможно, связаны с особенностями тканеспецифической регуляции продукции этого белка в ПЖ, в частности с повышенным уровнем его продукции в люминальных клетках [20], количество которых при РПЖ возрастает.

AMACR обнаруживается во фракции базальных клеток эпителия ПЖ [33], которые рассматриваются как СК ПЖ. При РПЖ продукция AMACR значительно увеличивается и этот белок выявляется во множестве трансформированных люминальных клеток [34]. AMACR катализирует обратимый переход (2R)-метилацил-СоА и (2S)-метилацил-СоА [35, 36], предшествующий β-окислению жирных кислот и синтезу желчных кислот [37, 38]. В ткани опухолей повышен обмен жирных кислот, что сопряжено с повышением продукция AMACR, который обеспечивает раковым клеткам уникальные энергетические преимущества для роста в условиях активной пролиферации [39, 40]. Результаты настоящей работы показывают, что AMACR экспрессируется на низком уровне в единичных клетках базального слоя эпителия нормальной ткани. В опухолевой ткани ПЖ AMACR, напротив, обнаруживается в цитоплазме большинства трансформированных люминальных клеток и, подобно Е-кадхерину, – в многочисленных клетках в мезенхиме, которые, возможно, мигрируют в стромальный компартмент из эпителия.

Заключение. Полученные в ходе настоящего исследования данные дают основание предполагать, что в патогенезе РПЖ дифференцировка трансформированных клеток базального слоя эпителия может сочетаться с их миграцией в мезенхиму в результате предшествовавшего ЭМП. Уровень Е-кадхерина, выявленный в секретируемых люминальных клетках в раковой ткани пациентов с РПЖ, повышен по сравнению с таковым в нормальной ткани ПЖ, что, вероятно, может приводить к его возрастанию в моче и крови пациентов с РПЖ и служить диагностическим индикатором этого заболевания. В некоторых случаях нами выявлено несоответствие иммуногистохимических и иммуноблотинговых данных, например отсутствие ЦК5 в нормальной и AMACR в опухолевой тканях пациента 1, равный уровень ЦК5 в нормальной и опухолевой тканях пациента 3 в иммуноблоте. По нашему мнению, эти противоречия являются следствием присутствия в опухолевой ткани ПЖ участков нормального эпителия, а в нормальной ткани ПЖ – трансформированных клеток. В целом полученные нами результаты показывают, что патогенез РПЖ связан с изменением судьбы эпителиальных клеток и уровня экспрессии их маркеров, оценка которых может быть использована для изучения механизмов заболевания и поиска новых подходов к его диагностике и терапии.

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (проект 16-04-00251), которая обеспечила проведение электрофореза и иммуноблота, и Российского научного фонда (проект 14-50-00068), финансовая поддержка которого дала возможность провести гистологический и иммуногистохимический анализы ткани ПЖ.


About the Autors


Corresponding author: B.V. Popov – D.Sci., Leading Researcher, Institute of Cytology RAS; e-mail: borisvp478@gmail.com


Similar Articles


Бионика Медиа