Использование клеточных технологий в терапии урологических заболеваний


П.В. Глыбочко, Ю.В. Олефир, Ю.Г. Аляев, Д.В. Бутнару, Е.А. Безруков, А.А. Чапленко, Т.М. Жарикова

ГОУ ВПО «Первый Московский государственный медицинский университет им. И. М. Сеченова» Минздрава России, НИИ уронефрологии и репродуктивного здоровья человека; ФГБУ «Научный центр экспертизы средств медицинского применения» Минздрава России
Стволовые и прогениторные клетки при введении в организм обладают способностью стимулировать регенерацию тканей и органов путем дифференцировки в специализированные клетки. Терапию стволовыми клетками в урологии применяют для лечения нарушений различного генеза, в том числе эректильной дисфункции, недержания мочи, болезни Пейрони, а также мужского бесплодия. В данном обзоре представлены результаты зарубежных доклинических и клинических испытаний препаратов на основе стволовых клеток для лечения вышеперечисленных заболеваний. Наиболее перспективным представляется использование мезенхимальных стволовых клеток, выделенных из жировой ткани пациента.

Стволовые и прогениторные клетки при введении в организм обладают способностью стимулировать регенерацию тканей и органов путем дифференцировки в специализированные клетки. В зависимости от способности к дифференцировке используемые в терапии стволовые клетки (СК) классифицируют на несколько видов.

  • Тотипотентные клетки обладают максимальным потенциалом к дифференцировке, могут трансформироваться в клетки практически любых тканей. К таким клеткам относятся зигота и клетки морулы. Крайне онкогенны, при введении в ткани склонны к образованию тератом.
  • Плюрипотентные клетки. Данные клетки могут дифференцироваться в клетки одного из трех первичных эмбриональных слоев. Примером являются эмбриональные клетки. Обладают умеренным онкогенным потенциалом.
  • Мультипотентные клетки способны к самообновлению, могут дифференцироваться в клетки отдельных органов и тканей. К ним относятся гематопоэтические стволовые клетки, мезенхимальные стволовые клетки, нейральные стволовые клетки. Низкоонкогенны.
  • Унипотентные клетки трансформируются только в один тип тканей – эпителиальные клетки. Практически не онкогенны.
  • Индуцированные плюрипотентные клетки. Данные клетки перепрограммированы, т.е. над соматическими дифференцированными клетками проведены манипуляции (введен набор транскрипционных факторов), изменяющие экспрессионный профиль клетки. Индуцированные плюрипотентные клетки, подобно эмбриональным, могут дифференцироваться в клетки различных органов и тканей, исследования их онкогенности продолжаются.

Использование СК в медицине, в частности в урологии, основано на том факте, что в организме человека при тканевой деструкции любого генеза СК, обычно находящиеся в покое, начинают интенсивно делиться и дифференцироваться, стимулируя регенерацию окружающих органов и тканей [1]. На состояние СК в первую очередь влияет их микроокружение, в частности концентрация цитокинов, парциальное давление кислорода в ткани и другие физико-химические параметры внутренней среды [2]. В урологии используют все из вышеперечисленных видов СК, кроме тотипотентных СК. Терапию СК в урологии применяют для лечения эректильной дисфункции, недержания мочи, болезни Пейрони, а также мужского бесплодия.

Мужское бесплодие

Патогенез бесплодия. Терапия цитостатиками, другие формы противоопухолевой химиотерапии, а также воздействие радиации могут вызывать стойкое поражение прогениторных половых, а также соматических клеток, необходимых для созревания сперматозоидов, таких как клетки Сертоли и клетки Лейдига. Степень поражения определяется типом опухолевого заболевания, возрастом больного и длительностью лечения [3]. Цитотоксические препараты могут прямо нарушать сперматогенез, разрушая сперматогонии [4].

Использование клеточной терапии для лечения бесплодия. Выделение и криозаморозка сперматогенных СК перед началом терапии цитостатиками позволяют сохранять детородную функцию пациентам с онкологическими заболеваниями. Данная методика включает биопсию тканей яичка и их последующую заморозку. В дальнейшем может быть проведена стимуляция in vitro сперматогенеза или осуществлена аутологичная трансплантация тканей в семенники пациента. Данная процедура была успешно осуществлена с использованием большого числа животных моделей [5].

Эректильная дисфункция

Эректильная дисфункция (ЭД) определяется как стойкая неспособность к достижению или поддержанию эрекции, достаточной для успешного полового акта, которая может значительно ухудшать качество жизни больных [6]. По оценкам, распространенность ЭД составляет 20% среди мужчин от 40 лет и старше с более высоким показателем распространенности среди пожилых мужчин [7]. Есть несколько вариантов лечения ЭД, включая изменение образа жизни, фармакотерапию (орально – ингибиторы фосфодиэстеразы 5-го типа, инъекции алпростадила и его аналогов в пещеристое тело полового члена), хирургическое вмешательство для реваскуляризации пениса или введения имплантатов [8]. Несмотря на эффективность многих из этих методов лечения ЭД, ограничения по их использованию, например различные лекарственные взаимодействия (ингибиторы фосфодиэстеразы 5-го типа с препаратами для лечения заболеваний сердечно-сосудистой системы), наличие побочных эффектов, высокая стоимость и необходимость постоянного лечения, приводят к тому, что не все пациенты перестают страдать от симптомов ЭД [8]. Вышеописанные способы лечения обеспечивают снятие симптомов заболевания, но не излечивают его, таким образом, актуально использование инновационных методов этиологической терапии, к которым относится клеточная терапия [9].

Патогенез ЭД. С возрастом в тканях полового члена сокращается кровоток, уменьшается реактивность кавернозных нервов [10]. Также падает концентрация оксида азота (NO) в крови, что связано с высоким уровнем активных форм кислорода, вызывающих дисфункцию сосудистого эндотелия [11]. Гистологические изменения, такие как замещение гладких мышц фиброзной тканью и разрушение эластических волокон, также могут быть обусловлены возрастом [12]. Метаболические нарушения, включая сахарный диабет, артериальную гипертензию и дислипидемию, также могут приводить к ЭД. Для сахарного диабета и артериальной гипертензии характерно уменьшение интракавернозного уровня NO, поражение эндотелия и гладких мышц сосудов [13]. Для гиперлипидемии характерно также поражение нервных окончаний [14]. Кроме того, причиной нарушения эректильной функции может быть повреждение кавернозного нерва, например, в ходе проведения радикальной простатэктомии по поводу рака простаты. Даже при использовании особых нервосохраняющих вариантов оперативного вмешательства около 20% пациентов страдают от симптомов ЭД в течение двух лет после операции [15]. Это может быть связано с нейропраксией, апоптозом гладких мышц или с фиброзом тканей пениса [16]. Радиационная терапия рака приводит к ЭД по тому же механизму [17].

Возможности терапии СК при ЭД. Для клеточной терапии ЭД использовались различные типы клеток. Эмбриональные СК значительно улучшали эректильную функцию при нейрогенных вариантах ЭД [18]. Однако этические аспекты ограничили проведение дальнейших исследований с данным типом клеток. В одной из работ была показана способность трансфецированных фактором роста эндотелия сосудов прогениторных клеток повышать потенцию у крыс, страдающих диабетом [19]. Несколько доклинических исследований продемонстрировали эффективность терапии ЭД стволовыми клетками, полученными из костного мозга. Использовались модели старения, диабета, повреждения кавернозного нерва [20–22]. Также в лечении ЭД применяли выделенные из скелетных мышц СК. Данные клетки, которые могут быть получены из биопсийного материала, показали эффективность на крысиных моделях старения и моделях с повреждением кавернозного нерва [23, 24]. Стволовые клетки, выделенные из нервного гребня, могут дифференцироваться в гладкомышечные клетки и в клетки сосудистого эндотелия при введении в пенис крысы [25]. Наиболее широко используемый вид СК, применяемых для лечения ЭД, – СК, выделенные из жировой ткани [9]. Механизм их действия реализуется путем секреции цитокинов, стимуляции ангиогенеза, а также дифференцировки в клетки сосудистого эндотелия, гладкомышечные клетки и нейроны [26–28]. Также были изучены СК, выделенные из мочи, и было показано, что их применение для лечения ЭД также эффективно [29].

Методы доставки СК. Действие СК может быть усилено посредством улучшения характеристик клеток за счет генетического модифицирования клеток, инкубирования их со скаффолдами, ростовыми факторами или другими биологически активными субстанциями. Терапевтический эффект при инъекционном введении СК в системный кровоток достигается за счет миграции СК в область поражения [30]. Внутривенное введение мезенхимальных СК (МСК) сопровождалось значительным улучшением эректильной функции [30]. Регенеративный эффект СК достигается за счет выделения ими в кровь ростовых факторов и их миграции в major pelvic ganglia [9]. Прямое введение СК в major pelvic ganglia не было изучено ввиду сложности инъекции [18, 31]. Также были эксперименты с введением СК в перипростатическое венозное сплетение [32–34]. В модели с повреждением кавернозного нерва внутрибрюшинное введение СК для восстановления эректильной функции оказалось менее эффективным, чем внутрикавернозное [35].

Болезнь Пейрони

Болезнь Пейрони, или фибропластическая индурация полового члена, – заболевание, характеризуемое фиброзной мультифокальной структурной дегенерацией белочной оболочки полового члена. Болезнь Пейрони сопровождается образованием фиброзных бляшек в белочной оболочке и прилегающей кавернозной ткани, обусловливает возникновение болезненных эрекций и искривление эрегированного пениса [36].

Патогенез болезни Пейрони. Точные причины болезни Пейрони неизвестны. Наиболее широко принятая теория – повторяющиеся микротравмы эрегированного пениса являются причиной воспаления, разрушения эластических волокон и накопления фибрина [37]. Некоторые исследователи связывают травму сосудов с образованием остеоидных бляшек из остеобластоподобных клеток, образованных из сосудистой оболочки [38]. Также указывается на повышение уровня экспрессии отдельных генов, в частности остеобластспецифического фактора I, что приводит к кальцификации бляшек [39]. Согласно другой теории, причиной болезни Пейрони является гипоксия тканей пещеристого тела, которая способствует накоплению коллагена и фиброзу. Данная гипотеза может объяснить морфологические изменения и развитие болезни Пейрони после простатэктомии [40]. Трансформирующий ростовой фактор бета может стимулировать продукцию коллагена фибробластами и миофибробластами, что сопровождается образованием бляшек [37]. Однако точный механизм кальцификации и оссификации тканей остается неопределенным [41].

Использование терапии СК для лечения болезни Пейрони. Основываясь на подходах регенеративной медицины, можно разрабатывать новые методы лечения болезни Пейрони, например, с использованием МСК [42]. Расположение пениса технически упрощает введение СК. Более того, технология получения мультипотентных МСК уже хорошо отработана: они доступны и при их использовании не возникает практически никаких этических проблем (в отличие от эмбриональных СК). Применение аутологичных МСК решает проблему иммуносовместимости донора и реципиента [43]. Мезенхимальные СК могли бы стать наиболее широко используемым в урологии типом СК, они легко выделяются и хорошо поддаются культивированию [43]. Точный механизм действия МСК при болезни Пейрони и подобных заболеваниях до конца не выяснен; МСК могут дифференцироваться и замещать поврежденные ткани, выделять цитокины и ростовые факторы, уменьшать уровень воспаления и изменять структуру межклеточного матрикса [44]. В одном из исследований показана способность МСК мигрировать в место повреждения тканей, хемоаттрактантами могут выступать цитокины [45]. У крыс, которым в ткани полового члена вводили трансформирующий ростовой фактор бета с целью создания модели болезни Пейрони, МСК ингибировали развитие болезни, сокращали образование волокон коллагена III типа и эластина [46]. Данные исследования могут служить основой для использования МСК в этиологической терапии болезни Пейрони, для остановки развития данного заболевания на ранних стадиях.

Недержание мочи

Недержание мочи (НМ) определяют как непроизвольное выделение мочи, не поддающееся волевому усилию [47]. Им страдают более 200 млн людей по всему миру [48]. Выделяют два типа НМ: стрессовое недержание, возникающее при напряжении, и ургентное – при ургентном (повелительном) позыве. Около половины женщин старше 20 лет хотя бы иногда страдают от недержания мочи. По статистике, примерно у 25% пациенток наблюдается стрессовое НМ, 75% – страдают от ургентного НМ и смешанных типов [49]. Использование консервативных способов лечения и фармакотерапии при стрессовом НМ клинически малоэффективно, успешные результаты связаны с установкой уретральных слингов или искусственных мочевых сфинктеров [49]. Таким образом, имеется необходимость в разработке менее инвазивных эффективных способов лечения стрессового НМ и терапия СК может стать одним из них [49].

Мочеиспускательный канал представляет собой многослойную структуру, состоящую из эпителия, соединительной ткани и гладких мышечных волокон, а также мелких кровеносных сосудов. В животных моделях стрессового НМ мышечные волокна значительно редуцированы [50], а поскольку СК могут дифференцироваться в том числе и в клетки мышечной ткани, в некоторых работах СК использовали в лечении стрессового НМ для восстановления мышечного слоя уретры [51]. Кроме того, СК секретируют ангиогенные и мускулогенные факторы, которые усиливают регенеративный эффект клеточной терапии [51]. Введение МСК позволяет восстанавливать слой соединительной ткани мочеиспускательного канала, увеличивать продукцию коллагена и эластина [51].

Доклинические исследования. Первоначальная концепция клеточной терапии для лечения НМ базировалась на использовании миобластов, выделенных из скелетных мышц, для замещения и регенерации мышц уретрального сфинктера [52]. Затем в 2002 г. было предложено использовать СК мышечной ткани вместо миобластов [53]. Вплоть до 2007 г. такие исследования проводились исключительно на животных. Затем было проведено 5 доклинических исследований с использованием СК, выделенных из костного мозга [54–58]. В одном из них [57] использовали не клеточную суспензию, а тканеинженерную конструкцию, уретральный слинг, представляющий собой подложку из шелка, на которой были адгезированы СК костного мозга. В работе [59] применяли СК пуповинной крови. Гораздо более широко для лечения НМ использовали МСК – в 7 доклинических исследованиях, в том числе в виде слоя клеток, нанесенного на микросферы из волокон шелка [51, 60–65]. В трех исследованиях использовали СК, выделенные из амниотической жидкости [66–68]. Введение всех типов СК сопровождалось значительными улучшениями в животных моделях. Большинство доклинических исследований было проведено на крысах, некоторые – на мышах [66–68], одно – на обезьянах [69]. Моделирование НМ осуществляли по различным методикам. В частности, сфинктер повреждали путем прижигания, инъекционного введения миотоксина или с помощью электрокоагуляции; пудентальный или седалищный нерв рассекали. Стимуляция родовой деятельности, расширение влагалища и овариэктомия – наиболее широко используемые для имитации родовых травм уретры методики [48, 70–72]. Недостатком данных подходов является малая длительность эффекта – от 2 до 3 нед [72–75]. Введение СК осуществлялось посредством периуретральных инъекций. В одном из исследований [51] СК вводили как периуретрально, так и внутривенно, причем положительный эффект был достигнут вне зависимости от пути введения.

Для оценки эффективности терапии СК применяли функциональные и гистологические тесты. В качестве функционального показателя использовали давление утечки мочи [48]. Гистологически определяли расположение СК, оценивали степень их дифференцировки и степень регенерации ткани. В нескольких исследованиях для оценки эффективности терапии использовали иммуногистохимическую и иммуноэлектронную микроскопию [48]. Доклинические исследования по оценке эффективности клеточной терапии при недержании мочи представлены в табл. 1.

Клинические исследования. Пять клинических исследований, проведенных одной и той же группой исследователей в 2007-м и 2008 г., продемонстрировали эффективность введения СК, выделенных из скелетных мышц, для лечения больных со стрессовым НМ. Улучшение было продемонстрировано у 80–90% пациентов [61, 76–80]. Было показано, что 5 из 8 женщин, страдавших стрессовым НМ, при использовании СК, выделенных из мышечной ткани, полностью излечивались [81]. В другом исследовании от 70 до 80% пациенток отметили значительное улучшение при использовании СК пуповинной крови [81]. Небольшое количество клинических исследований с применением МСК было вскоре по неизвестным причинам прекращено [82].

Использование СК скелетных мышц у 12 пациенток с НМ привело к улучшению состояния у 10 из них, однако у 2 были отмечены признаки ухудшения состояния [83]. Метод введения СК в большинстве клинических испытаний – трансуретральный, в работе [81] СК вводили как трансуретрально, так и периуретрально, в обоих случаях достигнут положительный эффект.

T. Yamamoto и соавт. [84] трем пациентам мужского пола, страдавшим НМ, в течение 6 мес вводили аутологичные МСК, полученные из жировой ткани. У всех пациентов наблюдалось улучшение. Также улучшение констатировали 8 из 11 мужчин, которым МСК вводили в течение года [85]. Исследование польских врачей, в котором участвовали 16 пациенток, продлилось 2 года. У 75% пациенток наблюдалось улучшение, 50% больных заявили о полном излечении от НМ [86]. Согласно данным [87], у 3 из 5 пациенток было отмечено прогрессирование в лечении НМ с использованием МСК в течение года.

Эффективность клеточной терапии в клинических исследованиях оценивали с использованием функциональных показателей: пад-теста (изменение массы прокладки до и после физических упражнений), путем изучения дневников мочеиспусканий, уродинамических показателей (максимального давления закрытия уретры, объема остаточной мочи и др.) [48]. Клинические исследования по оценке эффективности клеточной терапии при недержании мочи представлены в табл. 2.

Заключение. Мезенхимальные СК представляют собой наиболее доступный и простой в получении вид СК [100], поэтому дальнейшее использование СК в урологии, по-видимому, связано с применением именно этого типа клеток. Разработка технологии получения индуцированных плюрипотентных СК позволит испытать этот принципиально новый тип СК в терапии урологических нарушений. Также актуальной задачей остается создание адекватных животных моделей, позволяющих объективно оценивать эффекты клеточной терапии.

Благодарность

Исследование выполнено при поддержке гранта РНФ № 15-15-00132 (Новые фотополимеризующиеся биосовместимые композиции и скаффолды для регенеративной и реконструктивной урологии, создаваемые методом лазерного 3D принтинга).


Литература


1. Becker C., Jakse G. Stem cells for regeneration of urological structures. Eur Urology. 2003;51:1217–1228.

2. Kiefer J.C. Primer and interviews: The dynamic stem cell niche. Dev Dyn. 2011;240:737–743.

3. Schover L.R., Brey K., Lichtin A., Lipshultz L.I., Jeha S. Oncologists’ attitudes and practices regarding banking sperm before cancer treatment. J Clin Oncol. 2002;20:1890–1897.

4. Meistrich M.L., Finch M., da Cunha M.F., Hacker U., Au W.W. Damaging effects of fourteen chemotherapeutic drugs on mouse testis cells. Cancer Res. 1982;42:122–131.

5. Yokonishi T., Sato T., Komeya M., Katagiri K., Kubota Y., Nakabayashi K., Hata K., Inoue K., Ogonuki N., Ogura A., Ogawa T. Offspring production with sperm grown in vitro from cryopreserved testis tissues. Nat Commun. 2014;5:4320.

6. Sanchez-Cruz J.J., Cabrera-Leon A., Martin-Morales A., Fernandez A., Burgos R., Rejas J. Male erectile dysfunction and healthrelated quality of life. Eur Urol. 2003;44:245–253.

7. Laumann E.O., West S., Glasser D., Carson C., Rosen R., Kang J.H. Prevalence and correlates of erectile dysfunction by race and ethnicity among men aged 40 or older in the United States: from the male attitudes regarding sexual health survey. J Sex Med. 2007;4:57–65.

8. Carvalheira A.A., Pereira N.M., Maroco J., Forjaz V. Dropout in the treatment of erectile dysfunction with PDE5: a study on predictors and a qualitative analysis of reasons for discontinuation. J Sex Med. 2012;9:2361–2369.

9. Lin C.S., Xin Z., Dai J., Huang Y.C., Lue T.F. Stem-cell therapy for erectile dysfunction. Expert Opin Biol Ther. 2013;13:1585–1597.

10. Carrier S., Nagaraju P., Morgan D.M., Baba K., Nunes L., Lue T.F. Age decreases nitric oxide synthase-containing nerve fibers in the rat penis. J Urol. 1997;157:1088–1092.

11. Azadzoi K.M., Schulman R.N., Aviram M., Siroky M.B. Oxidative stress in arteriogenic erectile dysfunction: prophylactic role of antioxidants. J Urol. 2005;174:386–393.

12. Wespes E. Erectile dysfunction in the ageing man. Curr Opin Urol. 2000;10:625–628.

13. Dashwood M.R., Crump A., Shi-Wen X., Loesch A. Identification of neuronal nitric oxide synthase (nNOS) in human penis: a potential role of reduced neuronally-derived nitric oxide in erectile dysfunction. Curr Pharm Biotechnol. 2011;12:1316–1321.

14. Huang Y.C., Ning H., Shindel A.W., Fandel T.M., Lin G., Harraz A.M., Lue T.F., Lin C.S. The effect of intracavernous injection of adipose tissue-derived stem cells on hyperlipidemia-associated erectile dysfunction in a rat model. J Sex Med. 2010;7(1):1391–1400.

15. Ficarra V., Novara G., Artibani W., Cestari A., Galfano A., Graefen M., Guazzoni G., Guillonneau B., Menon M., Montorsi F., Patel V., Rassweiler J., Van Poppel H. Retropubic, laparoscopic, and robot-assisted radical prostatectomy: a systematic review and cumulative analysis of comparative studies. Eur Urol. 2009;55:1037–1063.

16. Fode M., Ohl D.A., Ralph D., Sonksen J. Penile rehabilitation after radical prostatectomy: what the evidence really says. BJU Int. 2013;112:998–1008.

17. Carrier S., Hricak H., Lee S.S., Baba K., Morgan D.M., Nunes L., Ross G.Y., Phillips T.L., Lue T.F. Radiation-induced decrease in nitric oxide synthase: containing nerves in the rat penis. Radiology. 1995;195:95–99.

18. Bochinski D., Lin G.T., Nunes L., Carrion R., Rahman N., Lin C.S., Lue T.F. The effect of neural embryonic stem cell therapy in a rat model of cavernosal nerve injury. BJU Int. 2004;94:904–909.

19. Gou X., He W.Y., Xiao M.Z., Qiu M., Wang M., Deng Y.Z., Liu C.D., Tang Z.B., Li J., Chen Y. Transplantation of endothelial progenitor cells transfected with VEGF165 to restore erectile function in diabetic rats. Asian J Androl. 2011;13:332–3328.

20. Qiu X., Lin H., Wang Y., Yu W., Chen Y., Wang R., Dai Y. Intracavernous transplantation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells restores erectile function of streptozocin-induced diabetic rats. J Sex Med. 2011;8:427–436.

21. Fall P.A., Izikki M., Tu L., Swieb S., Giuliano F., Bernabe J., Souktani R., Abbou C., Adnot S., Eddahibi S., Yiou R. Apoptosis and effects of intracavernous bone marrow cell injection in a rat model of postprostatectomy erectile dysfunction. Eur Urol. 2009;56:716–725.

22. Bivalacqua T.J., Deng W., Kendirci M., Usta M.F., Robinson C., Taylor B.K., Murthy S.N., Champion H.C., Hellstrom W.J., Kadowitz P.J. Mesenchymal stem cells alone or ex vivo gene modified with endothelial nitric oxide synthase reverse age-associated erectile dysfunction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2007;292:1278–1290.

23. Hwang J.H., Yuk S.H., Lee J.H., Lyoo W.S., Ghil S.H., Lee S.S., Khang I.G., Paik S.Y., Lee J.Y. Isolation of muscle derived stem cells from rat and its smooth uscle differentiation. Mol Cells. 2004;17:57–61.

24. Kim Y., de Miguel F., Usiene I., Kwon D., Yoshimura N., Huard J., Chancellor M.B. Injection of skeletal muscle-derived cells into the penis improves erectile function. Int J Impot Res. 2006;18:329–334.

25. Song Y.S., Lee H.J., Park I.H., Lim I.S., Ku J.H., Kim S.U. Human neural crest stem cells transplanted in rat penile corpus cavernosum to repair erectile dysfunction. BJU Int. 2008;102:220–224.

26. Qiu X., Fandel T.M., Ferretti L., Albersen M., Orabi H., Zhang H., Lin G., Lin C.S., Schroeder T., Lue T.F. Both immediate and delayed intracavernous injection of autologous adipose-derived stromal vascular fraction enhances recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. Eur Urol. 2012;62:720–727.

27. Ryu J.K., Tumurbaatar M., Jin H.R., Kim W.J., Kwon M.H., Piao S., Choi M.J., Yin G.N., Song K.M., Kang Y.J., Koh Y.J., Koh G.Y., Suh J.K. Intracavernous delivery of freshly isolated stromal vascular fraction rescues erectile function by enhancing endothelial regeneration in the streptozotocin-induced diabetic mouse. J Sex Med. 2012;9:3051–3065.

28. Ning H., Liu G., Lin G., Yang R., Lue T.F., Lin C.S. Fibroblast growth factor 2 promotes endothelial differentiation of adipose tissue-derived stem cells. J Sex Med. 2009;6:967–979.

29. Ouyang B., Sun X., Han D., Chen S., Yao B., Gao Y., Bian J., Huang Y., Zhang Y., Wan Z., Yang B., Xiao H., Songyang Z., Liu G., Zhang Y., Deng C. Human urine-derived stem cells alone or genetically-modified with FGF2 Improve type 2 diabetic erectile dysfunction in a rat model. PLoS One. 2014;9:e92825.

30. Qiu X., Villalta J., Ferretti L., Fandel T.M., Albersen M., Lin G., Dai Y., Lue T.F., Lin C.S. Effects of intravenous injection of adipose-derived stem cells in a rat model of radiation therapy-induced erectile dysfunction. J Sex Med. 2012;9:1834–1841.

31. Kim S.J., Choi S.W., Hur K.J., Park S.H., Sung Y.C., Ha Y.S., Cho H.J., Hong S.H., Lee J.Y., Hwang T.K., Kim S.W. Synergistic effect of mesenchymal stem cells infected with recombinant adenovirus expressing human BDNF on erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. Korean J Urol. 2012;53:726–732.

32. Choi W.Y., Jeon H.G., Chung Y., Lim J.J., Shin D.H., Kim J.M., Ki B.S., Song S.H., Choi S.J., Park K.H., Shim S.H., Moon J., Jung S.J., Kang H.M., Park S., Chung H.M., Ko J.J., Cha K.Y., Yoon T.K., Kim H., Lee D.R. Isolation and characterization of novel, highly proliferative human CD34/CD73-double-positive testis-derived stem cells for cell therapy. Stem Cells Dev. 2013;22:2158–2173.

33. You D., Jang M.J., Lee J., Jeong I.G., Kim H.S., Moon K.H., Suh N., Kim C.S. Periprostatic implantation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells potentiates recovery of erectile function by intracavernosal injection in a rat model of cavernous nerve injury. Urology. 2013;81:104–110.

34. You D., Jang M.J., Lee J., Suh N., Jeong I.G., Sohn D.W., Kim S.W., Ahn T.Y., Kim C.S. Comparative analysis of periprostatic implantation and intracavernosal injection of human adipose tissue-derived stem cells for erectile function recovery in a rat model of cavernous nerve injury. Prostate. 2013;73:278–286.

35. Ryu J.K., Kim D.H., Song K.M., Yi T., Suh J.K., Song S.U. Intracavernous delivery of clonal mesenchymal stem cells restores erectile function in a mouse model of cavernous nerve injury. J Sex Med. 2014;11:411–23.

36. Smith J.F., Walsh T.J., Conti S.L., Turek P., Lue T. Risk factors for emotional and relationship problems in Peyronie’s disease. J Sex Med. 2008;5:2179–2184.

37. Gonzalez-Cadavid N.F., Rajfer J. Mechanisms of disease: new insights into the cellular and molecular pathology of Peyronie’s disease. Nat Clin Pract Urol. 2005;2:291–297.

38. Devine C.J. Jr. International Conference on Peyronie’s disease advances in basic and clinical research. March 17-19, 1993. Introduction. J Urol. 1997;157:272–275.

39. Gonzalez-Cadavid N.F., Magee T.R., Ferrini M., Qian A., Vernet D., Rajfer J. Gene expression in Peyronie’s disease. Int J Impot Res. 2002;14:361–374.

40. Tal R., Heck M., Teloken P., Siegrist T., Nelson C.J., Mulhall J.P. Peyronie’s disease following radical prostatectomy: incidence and predictors. J Sex Med. 2010;7:1254–1361.

41. Vernet D., Nolazco G., Cantini L., Magee T.R., Qian A., Rajfer J., Gonzalez-Cadavid N.F. Evidence that osteogenic progenitor cells in the human tunica albuginea may originate from stem cells: implications for peyronie disease. Biol Reprod. 2005;73:1199–1210.

42. Shindel A.W. Sexual dysfunction: The potential of stem cell therapy for Peyronie disease. Nat Rev Urol. 2013;10:8–9.

43. Lin C.S., Lin G., Lue T.F. Allogeneic and xenogeneic transplantation of adipose-derived stem cells in immunocompetent recipients without immunosuppressants. Stem Cells Dev. 2012;21:2770–2778.

44. Chamberlain G., Fox J., Ashton B., Middleton J. Concise review: mesenchymal stem cells: their phenotype, differentiation capacity, immunological features, and potential for homing. Stem Cells. 2007;25:2739–2749.

45. Zhang H., Ning H., Banie L., Wang G., Lin G., Lue T.F., Lin C.S. Adipose tissue-derived stem cells secrete CXCL5 cytokine with chemoattractant and angiogenic properties. Biochem Biophys Res Commun. 2010;402:560–564.

46. Castiglione F., Hedlund P., Van der Aa F., Bivalacqua T.J., Rigatti P., Van Poppel H., Montorsi F., De Ridder D., Albersen M. Intratunical injection of human adipose tissue-derived stem cells prevents fibrosis and is associated with improved erectile function in a rat model of Peyronie’s disease. Eur Urol. 2013;63:551–560.

47. Alwaal A., Hussein A., Lin C., Lue T.F. Prospects of stem cell treatment in benign urological diseases. Korean J Urol. 2015;56:257–265.

48. Lin C.S., Lue T.F. Stem cell therapy for stress urinary incontinence: a critical review. Stem Cells Dev. 2012;21:834–843.

49. Delancey J.O. Why do women have stress urinary incontinence? Neurourol Urodyn. 2010;29(1):13–17.

50. Lin C.S. Stem cell therapy for the bladder: where do we stand? J Urol. 2011;185:779–780.

51. Lin G., Wang G., Banie L., Ning H., Shindel A.W., Fandel T.M., Lue T.F., Lin C.S. Treatment of stress urinary incontinence with adipose tissue-derived stem cells. Cytotherapy. 2010;12:88–95.

52. Chancellor M.B., Yokoyama T., Tirney S., Mattes C.E., Ozawa H., Yoshimura N., de Groat W.C., Huard J. Preliminary results of myoblast injection into the urethra and bladder wall: a possible method for the treatment of stress urinary incontinence and impaired detrusor contractility. Neurourol Urodyn. 2000;19:279–287.

53. Yiou R., Dreyfus P., Chopin D.K., Abbou C.C., Lefaucheur J.P. Muscle precursor cell autografting in a murine model of ure thral sphincter injury. BJU Int. 2002;89:298–302.

54. Corcos J., Loutochin O., Campeau L., Eliopoulos N., Bouchentouf M., Blok B., Galipeau J. Bone marrow mesenchymal stromal cell therapy for external urethral sphincter restoration in a rat model of stress urinary incontinence. Neurourol Urodyn. 2011;30:447–455.

55. Kinebuchi Y., Aizawa N., Imamura T., Ishizuka O., Igawa Y., Nishizawa O. Autologous bone-marrow-derived mesenchymal stem cell transplantation into injured rat urethral sphincter. Int J Urol. 2010;17:359–368.

56. Kim S.O., Na H.S., Kwon D., Joo S.Y., Kim H.S., Ahn Y. Bone-marrow-derived mesenchymal stem cell transplantation enhances closing pressure and leak point pressure in a female urinary incontinence rat model. Urol Int. 2011;86:110–116.

57. Zou X.H., Zhi Y.L., Chen X., Jin H.M., Wang L.L., Jiang Y.Z., Yin Z., Ouyang H.W. Mesenchymal stem cell seeded knitted silk sling for the treatment of stress urinary incontinence. Biomaterials. 2010;31:4872–79.

58. Dissaranan C., Cruz M.A., Kiedrowski M.J., Balog B.M., Gill B.C., Penn M.S., Goldman H.B., Damaser M.S. Rat mesenchymal stem cell secretome promotes elastogenesis and facilitates recovery from simulated childbirth injury. Cell Transplant. 2014;23:1395–1406.

59. Lee C.N., Jang J.B., Kim J.Y., Koh C., Baek J.Y., Lee K.J. Human cord blood stem cell therapy for treatment of stress urinary incontinence. J Korean Med Sci. 2010;25:813–816.

60. Fu Q., Song X.F., Liao G.L., Deng C.L., Cui L. Myoblasts differentiated from adipose-derived stem cells to treat stress urinary incontinence. Urology. 2010;75:718–723.

61. Watanabe T., Maruyama S., Yamamoto T., Kamo I., Yasuda K., Saka Y., Ozaki T., Yuzawa Y., Matsuo S., Gotoh M. Increased urethral resistance by periurethral injection of low serum cultured adipose-derived mesenchymal stromal cells in rats. Int J Urol. 2011;18:659–666.

62. Wu G., Song Y., Zheng X., Jiang Z. Adipose-derived stromal cell transplantation for treatment of stress urinary incontinence. Tissue Cell. 2011;43:246–253.

63. Zhao W., Zhang C., Jin C., Zhang Z., Kong D., Xu W., Xiu Y. Periurethral injection of autologous adipose-derived stem cells with controlled-release nerve growth factor for the treatment of stress urinary incontinence in a rat model. Eur Urol. 2011;59:155–163.

64. Li G.Y., Zhou F., Gong Y.Q., Cui W.S., Yuan Y.M., Song W.D., Xin H., Liu T., Li W.R., Gao Z.Z., Liu J., Guo Y.L., Xin Z.C. Activation of VEGF and ERK1/2 and improvement of urethral function by adipose-derived stem cells in a rat stress urinary incontinence model. Urology. 2012;80:953.e1–8.

65. Shi L.B., Cai H.X., Chen L.K., Wu Y., Zhu S.A., Gong X.N., Xia Y.X., Ouyang H.W., Zou X.H. Tissue engineered bulking agent with adipose-derived stem cells and silk fibroin microspheres for the treatment of intrinsic urethral sphincter deficiency. Biomaterials 2014;35:1519–1530.

66. Kim B.S., Chun S.Y., Lee J.K., Lim H.J., Bae J.S., Chung H.Y., Atala A., Soker S., Yoo J.J., Kwon T.G. Human amniotic fluid stem cell injection therapy for urethral sphincter regeneration in an animal model. BMC Med. 2012;10:94.

67. Chun S.Y., Cho D.H., Chae S.Y., Choi K.H., Lim H.J., Yoon G.S., Kim B.S., Kim B.W., Yoo J.J., Kwon T.G. Human amniotic fluid stem cell-derived muscle progenitor cell therapy for stress urinary incontinence. J Korean Med Sci. 2012;27:1300–1307.

68. Chun S.Y., Kwon J.B., Chae S.Y., Lee J.K., Bae J.S., Kim B.S., Kim H.T., Yoo E.S., Lim J.O., Yoo J.J., Kim W.J., Kim B.W., Kwon T.G. Combined injection of three different lineages of early differentiating human amniotic fluid-derived cells restores urethral sphincter function in urinary incontinence. BJU Int. 2014;114:770–783.

69. Badra S., Andersson K.E., Dean A., Mourad S., Williams J.K. Long-term structural and functional effects of autologous muscle precursor cell therapy in a nonhuman primate model of urinary sphincter deficiency. J Urol. 2013;190:1938–1945.

70. Jiang H.H., Damaser M. Animal models of stress urinary incontinence. In: Andersson KE, Michel MC, editors. Urinary tract. Berlin: Springer. 2011:45–67.

71. Lin A.S., Carrier S., Morgan D.M., Lue T.F. Effect of simulated birth trauma on the urinary continence mechanism in the rat. Urology. 1998;52:143–151.

72. Sievert K.D., Emre Bakircioglu M., Tsai T., Dahms S.E., Nunes L., Lue T.F. The effect of simulated birth trauma and/or ovariectomy on rodent continence mechanism. Part I: functional and structural change. J Urol. 2001;166:311–317.

73. Pauwels E., De Wachter S., Wyndaele J.J. Evaluation of different techniques to create chronic urinary incontinence in the rat. BJU Int. 2009;103:782–785.

74. Rodriguez L.V., Chen S., Jack G.S., de Almeida F., Lee K.W., Zhang R. New objective measures to quantify stress urinary incontinence in a novel durable animal model of intrinsic sphincter deficiency. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2005;288:1332–1338.

75. Lin Y.H., Liu G., Li M., Xiao N., Daneshgari F. Recovery of continence function following simulated birth trauma involves repair of muscle and nerves in the urethra in the female mouse. Eur Urol. 2010;57:506–512.

76. Mitterberger M., Marksteiner R., Margreiter E., Pinggera G.M., Colleselli D., Frauscher F., Ulmer H., Fussenegger M., Bartsch G., Strasser H. Autologous myoblasts and fibroblasts for female stress incontinence: a 1-year follow-up in 123 patients. BJU Int. 2007;100:1081–1085.

77. Mitterberger M., Marksteiner R., Margreiter E., Pinggera G.M., Frauscher F., Ulmer H., Fussenegger M., Bartsch G., Strasser H. Myoblast and fibroblast therapy for post-prostatectomy urinary incontinence: 1-year followup of 63 patients. J Urol. 2008;179:226–231.

78. Mitterberger M., Pinggera G.M., Marksteiner R., Margreiter E., Fussenegger M., Frauscher F., Ulmer H., Hering S., Bartsch G., Strasser H. Adult stem cell therapy of female stress urinary incontinence. Eur Urol. 2008;53:169–175.

79. Strasser H., Marksteiner R., Margreiter E., Mitterberger M., Pinggera G.M., Frauscher F., Fussenegger M., Kofler K., Bartsch G. Transurethral ultrasonographyguided injection of adult autologous stem cells versus transurethral endoscopic injection of collagen in treatment of urinary incontinence. World J Urol. 2007;25:385–392.

80. Strasser H., Marksteiner R., Margreiter E., Pinggera G.M., Mitterberger M., Frauscher F., Ulmer H., Fussenegger M., Kofler K., Bartsch G. Autologous myoblasts and fibroblasts versus collagen for treatment of stress urinary incontinence in women: a randomised controlled trial. Lancet. 2007;369:2179–2186.

81. Carr L.K., Steele D., Steele S., Wagner D., Pruchnic R., Jankowski R., Erickson J., Huard J., Chancellor M.B. 1-year follow-up of autologous muscle-derived stem cell injection pilot study to treat stress urinary incontinence. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 2008;19:881–883.

82. Yamamoto T., Gotoh M., Hattori R., Toriyama K., Kamei Y., Iwaguro H., Matsukawa Y., Funahashi Y. Periurethral injection of autologous adipose-derived stem cells for the treatment of stress urinary incontinence in patients undergoing radical prostatectomy: report of two initial cases. Int J Urol. 2010;17:75–82.

83. Sèbe P., Doucet C., Cornu J.N., Ciofu C., Costa P., de Medina S.G., Pinset C., Haab F. Intrasphincteric injections of autologous muscular cells in women with refractory stress urinary incontinence: a prospective study. Int Urogynecol J. 2011;22:183–189.

84. Yamamoto T., Gotoh M., Kato M., Majima T., Toriyama K., Kamei Y., Iwaguro H., Matsukawa Y., Funahashi Y. Periurethral injection of autologous adipose-derived regenerative cells for the treatment of male stress urinary incontinence: Report of three initial cases. Int J Urol. 2012;19:652–659.

85. Gotoh M., Yamamoto T., Kato M., Majima T., Toriyama K., Kamei Y., Matsukawa Y., Hirakawa A., Funahashi Y. Regenerative treatment of male stress urinary incontinence by periurethral injection of autologous adipose-derived regenerative cells: 1-year outcomes in 11 patients. Int J Urol. 2014;21:294–300.

86. Stangel-Wojcikiewicz K., Jarocha D., Piwowar M., Jach R., Uhl T., Basta A., Majka M. Autologous muscle-derived cells for the treatment of female stress urinary incontinence: a 2-year follow-up of a Polish investigation. Neurourol Urodyn. 2014;33:324–330.

87. Kuismanen K., Sartoneva R., Haimi S., Mannerström B., Tomás E., Miettinen S., Nieminen K. Autologous adipose stem cells in treatment of female stress urinary incontinence: results of a pilot study. Stem Cells Transl Med. 2014;3:936–941.

88. Lee J.Y., Cannon T.W., Pruchnic R., Fraser M.O., Huard J., Chancellor M.B. The effects of periurethral muscle-derived stem cell injection on leak point pressure in a rat model of stress urinary incontinence. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 2003;14:31–37.

89. Yiou R., Yoo J.J., Atala A. Restoration of functional motor units in a rat model of sphincter injury by muscle precursor cell autografts. Transplantation. 2003;76:1053–1060.

90. Cannon T.W., Lee J.Y., Somogyi G., Pruchnic R., Smith C.P., Huard J., Chancellor M.B. Improved sphincter contractility after allogenic musclederived progenitor cell injection into the denervated rat urethra. Urology. 2003;62:958–963.

91. Chermansky C.J., Tarin T., Kwon D.D., Jankowski R.J., Cannon T.W., de Groat W.C., Huard J., Chancellor M.B. Intraurethral muscle-derived cell injections increase leak point pressure in a rat model of intrinsic sphincter deficiency. Urology. 2004;63:780–785.

92. Lee J.Y., Paik S.Y., Yuk S.H., Lee J.H., Ghil S.H., Lee S.S. Long term effects of muscle-derived stem cells on leak point pressure and closing pressure in rats with transected pudendal nerves. Mol Cells. 2004;18:309–313.

93. Yiou R., Yoo J.J., Atala A. Failure of differentiation into mature myotubes by muscle precursor cells with the side-population phenotype after injection into irreversibly damaged striated urethral sphincter. Transplantation. 2005;80:131–133.

94. Kwon D., Kim Y., Pruchnic R., Jankowski R., Usiene I., de Miguel F., Huard J., Chancellor M.B. Periurethral cellular injection: comparison of musclederived progenitor cells and fibroblasts with regard to efficacy and tissue contractility in an animal model of stress urinary incontinence. Urology. 2006;68:449–454.

95. Kim Y.T., Kim D.K., Jankowski R.J., Pruchnic R., Usiene I., de Miguel F., Chancellor M.B. Human muscle-derived cell injection in a rat model of stress urinary incontinence. Muscle Nerve. 2007;36:391–393.

96. Hoshi A., Tamaki T., Tono K., Okada Y., Akatsuka A., Usui Y., Terachi T. Reconstruction of radical prostatectomy-induced urethral damage using skeletal muscle-derived multipotent stem cells. Transplantation. 2008;85:1617–1624.

97. Furuta A., Jankowski R.J., Pruchnic R., Egawa S., Yoshimura N., Chancellor M.B. Physiological effects of human muscle-derived stem cell implantation on urethral smooth muscle function. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 2008;19:1229–1234.

98. Lim J.J., Jang J.B., Kim J.Y., Moon S.H., Lee C.N., Lee K.J. Human umbilical cord blood mononuclear cell transplantation in rats with intrinsic sphincter deficiency. J Korean Med Sci. 2010;25:663–670.

99. Xu Y., Song Y.F., Lin Z.X. Transplantation of muscle-derived stem cells plus biodegradable fibrin glue restores the urethral sphincter in a pudendal nerve-transected rat model. Braz J Med Biol Res. 2010;43:1076–1083.

100. Kalinina N.I., Sysoeva V.Y., Rubina K.A., Parfenova E.V., Tkachuk V.A. Mesenchymal stem cells in tissue growth and repair. Acta Naturae. 2011;4:30–37.


Об авторах / Для корреспонденции


Глыбочко П.В. – член-корр. РАН, д.м.н., профессор, ректор Первого МГМУ им. И.М. Сеченова, директор НИИ уронефрологии и репродуктивного здоровья человека; e-mail: rectorat@mma.ru
Олефир Ю. В. – генеральный директор ФГБУ «Научный центр экспертизы средств медицинского применения» Минздрава России
Аляев Ю.Г. – член-корр. РАН, д.м.н., профессор, зав. кафедрой урологии Первого МГМУ им. И.М. Сеченова, председатель Российского общества урологов; e-mail: ugalyaev@mail.ru
Бутнару Д.В. – к.м.н., зам. директора НИИ уронефрологии и репродуктивного здоровья человека; e-mail: butnaru_dv@mail.ru
Безруков Е.А. – д.м.н., профессор кафедры урологии Первого МГМУ им. И.М. Сеченова; e-mail: eabezrukov@rambler.ru
Чапленко А.А. – научный сотрудник лаборатории нанолекарств, препаратов для клеточной и генотерапии ФГБУ «Научный центр экспертизы средств медицинского применения» Минздрава России
Жарикова Т.М. – научный сотрудник НИИ уронефрологии и репродуктивного здоровья человека; e-mail: tanyushaz@mail.ru


Похожие статьи


Бионика Медиа