Ureteral tissue engineering: challenges and prospects


P.V. Glybochko, Ju.G. Aljaev, A.Z. Vinarov, D.V. Butnaru, A.S. Titov, E.E. Bibikova, S.I. Sevost'janova

Research Institute of Uronephrology and Human Reproductive Health of Sechenov First Moscow State Medical University, Moscow, Russia
A broad range of pathologic conditions of the ureter (strictures, obliterations, fistulas, and so on) requiring reconstructive plastic surgery is a challenging urological problem. A variety of approaches to solve the problem indicates the need of searching for new opportunities. A new direction in reconstructive surgery of the ureter is the tissue engineering. Tissue engineering involves the usage of matrices and cells. The matrices can be used both with cultured cells, and without them. This review represents the results of preclinical studies on feasibility of tissue engineering using as a matrix both natural and synthetic materials for different ureter impairments. Presently, there are no data on the use of tissue-engineering for the ureter reconstruction in clinical trials (i.e. involving human subjects). The results of studies presented in the review inspire certain optimism, but ureteral tissue-engineering is a difficult task requiring a balanced approach and well-thought-out design of preclinical studies.
Keywords: reconstruction, regenerative medicine, ureter, tissue engineering, stem cells

Введение. Различные патологические состояния мочеточника, требующие реконструктивно-пластических операций, остаются сложной урологической проблемой. Среди таких состояний можно выделить стриктуру (стеноз) и облитерацию мочеточника, мочеточниковые свищи, опухолевые поражения мочеточника и др. За последние годы наиболее частой причиной повреждения мочеточников является ятрогения [1]. Ятрогенные повреждения мочеточника могут возникать в ходе гинекологических, общехирургических и сосудистых операций, урологических вмешательств, лучевой терапии тазовых органов.

Повреждения мочеточника при гинекологических операциях встречаются в 52–82% случаев [2–4]. Частота повреждения мочеточника при трансвлагалищной гистерэктомии составляет 0,2 случая на 1000 операций, а при тотальной абдоминальной гистерэктомии этот показатель увеличивается до 1,3 [5, 6]. Чаще всего уровень повреждения мочеточника соответствует маточно-крестцовой связке.

При колоректальных оперативных вмешательствах вероятность повреждения мочеточника не превышает 0,3% [7]; удельный вес среди всех ятрогенных повреждений мочеточника составляет около 9% [4]. Интересно отметить, что предшествовавшее оперативное вмешательство не коррелирует с более высокой вероятностью внекишечного повреждения органов [8].

Эндоскопические урологические операции/манипуляции достаточно редко сопровождаются серьезными повреждениями мочеточника (0–2%), тем не менее наиболее опасным среди них остается отрыв мочеточника [9].

Одну из наиболее сложных групп составляют пациенты с постлучевыми стриктурами мочеточников. Последние могут возникать в 15% случаев на фоне стандартной лучевой терапии при раке шейки матки [10].

Спектр используемых при повреждениях мочеточника оперативных пособий довольно широк [11]. В настоящее время используются уретероуретеростомия [12–14], трансуретероуретеростомия [15], низводящая нефропексия [16, 17], уретерокаликостомия [18, 19], уретероцистонеостомия, операция Боари или Демеля (мочепузырный лоскут) [20–22], psoas hitch [23], кишечная пластика мочеточника [24–26], аутотрансплантация почки [27–29], нефрэктомия.

Выбор метода лечения зависит от многих факторов [11]:

  • наличия неудачных попыток реконструкции мочеточника в анамнезе (эндоскопические/открытые);
  • протяженности стриктуры;
  • локализации стриктуры;
  • количества стриктур;
  • функционального состояния почек и состояния уродинамики верхних мочевых путей;
  • сопутствующих заболеваний (мочекаменная болезнь, хронические заболевания кишечника, онкологические заболевания);
  • соматического статуса пациента;
  • ожидаемой продолжительности жизни;
  • лучевой терапии в анамнезе;
  • емкости мочевого пузыря.

За последние годы появились данные о применении слизистой оболочки щеки для заместительной уретеропластики [30–34]. Буккальный трансплантат может быть использован как в качестве заплатки, так и в тубуляризированном виде. С целью улучшения васкуляризации зона субституции может быть дополнительно укрыта сальником. Несмотря на обнадеживающие результаты, требуются исследования с большим числом пациентов и более длительными сроками наблюдения.

Тканевая инженерия мочеточника. Новым направлением в реконструктивной хирургии мочеточников является тканевая инженерия [35]. Тканеинженерные конструкции уже находят клиническое применение при различных поражениях мочеиспускательного канала [36–42]. Научных публикаций о тканевой инженерии мочеточника значительно меньше.

Тканевая инженерия подразумевает использование матриц и клеток. В качестве матриц могут быть использованы как натуральные, так и синтетические материалы. Матрицы могут применяться как с культивированными клетками, так и без них. Тканевая инженерия позволит преодолевать многочисленные осложнения, возникающие при использовании классических хирургических техник. А выполнение операции лапароскопическим/ретроперитонеоскопическим способом позволит существенно сократить длительность и уменьшить инвазивность пособия [43].

В идеале тканеинженерный мочеточник (или его фрагмент) должен быть непроницаемым для мочи (эпителиальная выстилка), а также способствовать активному пассажу мочи (гладкомышечный слой) при адекватном диаметре просвета.

В литературе представлено относительно небольшое количество доклинических исследований, посвященных тканевой инженерии мочеточника. Мы проанализировали литературу, используя базу данных PubMed и eLIBRARY.

В качестве поисковых слов были использованы мочеточник, тканевая инженерия, регенеративная медицина, реконструкция, стволовые клетки, клинические и доклинические исследования.

Одна из первых работ принадлежит M. Tachibana и соавт. [44]. Авторы использовали коллагеновые трубки (без клеток) длиной 5 см для замещения протяженного дефекта мочеточника собак. Регенерация уротелиального и гладкомышечного слоев была отмечена только на границе нативного мочеточника и коллагенового графта. S. Dahms и соавт. провели похожую работу, но на крысиной модели [45]. Протяженность коллагенового тубуляризированного графта варьировалась от 0,3 до 0,8 см. Авторы отмечали полную эпителизацию коллагеновой трубки; к 10-й неделе констатировали появление гладкомышечных волокон, к 12-й – нервных волокон. S. Baltaci и соавт. использовали синтетическую тубуляризированную матрицу на основе Gore-Tex [46] протяженностью от 5 до 8 см для замещения дефекта мочеточника у собак. Во всех случаях выявлен выраженный фибротический процесс с формированием стриктур в зоне анастомозов. Однако в работе [47], в которой также применяли тубуляризированную конструкцию из Gore-Tex (протяженность 10 см), результаты оказались более обнадеживающими. У 5 из 8 собак не отмечено явлений гидронефроза; просвет неоуретера оставался сохранным на протяжении всего срока наблюдения (6–12 мес); в подлежащих тканях отмечены явления острого и хронического воспаления; минимальная клеточная миграция выявлена на концах протеза. Y. Osman и соавт. [48] предложили в качестве тубуляризированного графта децеллюляризированный гетерологичный фрагмент мочеточника собаки протяженностью 3 см. Выявлено сморщивание графта с формированием стриктур, а также гидронефроз. В исследовании [49] замещали 2/3 диаметра мочеточника свиньи протяженностью 7 см матрицей на основе подслизистой основы тонкого кишечника свиньи (SIS). Отмечена полная эпителизация матрицы, однако формирование адекватного гладкомышечного слоя не наблюдалось. T. Smith и соавт. [50] формировали дефект мочеточника свиньи (1/2 окружности протяженностью 2 см), который замещали лапароскопически, используя SIS. Эпителизация матрицы проходила с формированием участков кишечной метаплазии; гистологическая оценка подслизистой основы и гладкомышечного слоя не выявила патологических изменений. A. Shalhav и соавт. [51] лапароскопически замещали дефект мочеточника (1,5–2,8 см), используя либо ацеллюлярный матрикс, либо SIS. Эпителизация матриц сопровождалась костной метаплазией с формированием плотной рубцовой ткани и обструкцией просвета неоуретера во всех случаях. Аналогичные результаты получены в работе [52] в отношении тубулярного графта SIS; однако при использовании SIS в качестве заплатки отмечена полная эпителизация матрицы с сохранением функции почки. M. Sofer и соавт. [53] тубуляризировали SIS на мочеточниковом катетере № 10 Сh. Данная матрица была использована для замещения дефекта мочеточника (2 см) свиньи. Несмотря на эпителизацию матрицы и рост гладкомышечных клеток, отмечен выраженный воспалительный ответ с формированием полной обструкции просвета мочеточника. Схожие результаты получены в работе [54], где в качестве животной модели были использованы собаки. A. El-Hakim и соавт. [55] провели большое исследование, где оценивались различные виды матриц как с клетками, так и без них. Положительный результат констатирован только при использовании матрицы на основе децеллюляризированного фрагмента кишечника с аутологичными клетками.

Ряд авторов предлагают несколько иной подход – подготовку тканеинженерной конструкции в биореакторе.

В качестве биореакторов использованы организмы экспериментальных животных. Основная идея заключается в формировании аутологичной тканевой прослойки на матрице, которая затем будет использована для тканеинженерной уретеропластики. Это может уменьшить отрицательное влияние мочи на конструкцию после имплантации.

Y. Xu и соавт. [56] подкожно имплантировали крысам стент из poly(L-lactic acid) (PLLA) для формирования соединительнотканной капсулы. Затем осуществили децеллюляризацию данной конструкции с последующим высеванием аутологичных уротелиальных клеток мочевого пузыря.

В течение 3 нед наблюдения все пересаженные клетки сохраняли жизнеспособность. В работах [57, 58] использован PLLA-стент с коллагеновым покрытием (электроспиннинг). Перед имплантацией бестимусным мышам указанные стенты засевались человеческими стволовыми клетками жировой ткани [57] или человеческими уротелиальными клетками [58]. В обоих случаях спустя 2 нед после имплантации клетки выживали. J. Zhang и соавт. [59] имплантировали в брюшную полость собак (самки породы бигль) силиконовые трубки (Silastic) № 8 Сh. Спустя 3 нед трубки извлекались, будучи полностью покрытыми капсулой. При гистологическом исследовании капсула представляла собой коллагеновые волокна с миофибробластами, а наружный слой был покрыт мезотелиоцитами. Капсулу выворачивали наизнанку и использовали для замещения дефекта мочеточника длиной 3 см. Через 12 нед после имплантации отмечено соответствие неоуретера нативной стенки мочеточника в отношении уротелиальной выстилки наличию гладкомышечных пучков и адвентициальной оболочке. Через 12 нед после имплантации гистологическое исследование выявило соответствие между неоуретером и нативной стенкой мочеточника в отношении уротелиальной выстилки, наличия гладкомышечных пучков и адвентициальной оболочки. H. Matsunuma и соавт. [60] продемонстрировали возможность засевания децеллюляризированного мочеточника собаки уротелиальными клетками и мононуклеарами костного мозга; в качестве биореактора была использована подкожная область мышей или брюшная полость крыс. Z. Zhao и соавт. [61] засевали графт из децеллюляризированной артериальной стенки гладкомышечными клетками, полученными из стволовых клеток жировой ткани. Полученную тканеинженерную конструкцию использовали для замещения дефекта мочеточника длиной 3 см у кролика. Спустя 16 нед при гистологическом исследовании выявлены многослойная уротелиальная выстилка и организованные мышечные волокна, характерные для нативной ткани мочеточника. T. Kloskowski et al. [62] оценивали два вида бесклеточных матриц (синтетический – poly(L-lactide-co-caprolactone) [PLCL] и натуральный [дуга аорты]) в качестве материала для тканеинженерной уретеропластики у крыс. Регенерация уротелия и частичная регенерация мышечного слоя были выявлены в обоих случаях. Лучшие результаты реконструкции сегмента мочеточника продемонстрировала синтетическая матрица (PLCL). O. Engel и соавт. [63] в качестве матрицы применяли венозный графт. Исследование проводилось на мини-свиньях: в одной группе мочеточник замещали венозным графтом с аутологичными уротелиальными клетками мочевого пузыря (6 животных), в другой – только венозным графтом (6 животных). Через 12 и 24 нед лучшие результаты получены в группе с клетками, через 48 нед – наоборот.

Обсуждение и возможности клинического применения. Использовав базу данных PubMed, нам не удалось найти каких-либо клинических исследований, где бы применялись матрицы (как с клетками, так и без) для тканеинженерной уретеропластики у человека.

Основная цель тканеинженерного мочеточника заключается в обеспечении адекватного пассажа мочи от почки к мочевому пузырю. Так как нативный мочеточник состоит из слизистой оболочки, мышечных слоев и адвентиции, тканеинженерный неоуретер (или его часть) должен максимально повторять данную структуру. Из представленных выше данных видно, что эффективность заместительной уретеропластики зависит от ее вида: либо замещается весь просвет мочеточника (тубуляризированный графт), либо только часть окружности (onlay). Замещение всего просвета требует от организма больших регенеративных усилий, так как эпителизация и рост мышечных элементов должны происходить на большей поверхности. При увеличении длины дефекта уретры эта зависимость становится более выраженной. Кроме этого постоянный контакт с мочой негативно влияет на регенерацию, способствует рубцеванию и фиброзу.

Один из путей решения данной проблемы – это создание тканеинженерных конструкций, состоящих из матриц с высеянными на них клетками. Как правило, используются аутологичные клетки, что позволяет предотвращать иммунологические осложнения. Клетки могут быть как стволовыми, так и дифференцированными. Следует отметить, что создание тканеинженерных конструкций сопряжено с дополнительными временными затратами (около 6 нед) и финансовой нагрузкой, требует наличия специальных лабораторий и обученных специалистов, проведения дополнительной операции (биопсия для получения источника клеток), выступающей в свою очередь в роли фактора морбидности.

Второй путь – применение вместе с матрицами различных факторов роста: сосудистый эндотелиальный фактор роста (VEGF), фактор роста фибробластов-2 (FGF-2), эпидермальный фактор роста (EGF), инсулиноподобный фактор роста-1 (ILGF-1) и др. Факторы роста способствуют миграции и росту клеток в необходимом направлении, стимулируют ангиогенез и созревание сосудов, воздействуют на регенерацию эпителиальных и гладкомышечных клеток. Следует учитывать тот факт, что несбалансированное использование факторов роста может приводить к чрезмерному росту клеток и повлечь за собой отрицательные последствия [64]. Одним из преимуществ данного подхода служит возможность создания готового коммерческого продукта (матрица+факторы роста), который можно использовать как в плановых, так и в экстренных ситуациях.

Третий путь основан на оригинальной идее использования в качестве биореактора организма хозяина. Данный подход позволяет получать как бесклеточный матрикс, так и зрелую тканеинженерную конструкцию. В обоих случаях полученная ткань будет полностью аутологичной. Предварительные результаты доклинических исследований внушают определенный оптимизм в отношении данной концепции.

Кроме всего прочего, следует принимать во внимание, какое животное используется в качестве биологической модели. Стандартный подход предусматривает пошаговый переход от мелких животных к крупным, а затем и к клиническим исследованиям. Однако в случае с мочеточником данный алгоритм может оказаться неэффективным. На малых животных может быть воспроизведен только короткий дефект мочеточника. Короткие дефекты мочеточника у человека не требуют применения тканеинженерных конструкций, а могут быть с успехом устранены с использованием стандартных оперативных техник. Наиболее подходящей животной моделью может оказаться свинья с учетом анатомического сходства, а также сопоставимой длины мочеточника [65, 66].

Заключение. К настоящему времени проведено не так много доклинических исследований, посвященных тканевой инженерии мочеточника. Большинство исследований выполнено на мелких животных, что не позволяет интерполировать полученные данные на крупных животных, не говоря уж о человеке. Предложено несколько подходов, однако остается множество вопросов, касающихся используемого в качестве матрицы биоматериала, вида клеток и способах борьбы с негативным влиянием мочи на тканеинженерный неоуретер. Создание тканеинженерного мочеточника представляется сложной задачей, требующей взвешенного подхода, продуманного дизайна доклинического исследования и глубокого погружения в данную тематику.

Работа выполнена при финансовой поддержке РФФИ (проект №13-04-12075 офи_м – Разработка гибридных биорезорбируемых тканеинженерных конструкций для регенеративной урологии) и РНФ (проект №15-15-00132 – Новые фотополимеризующиеся биосовместимые композиции и скаффолды для регенеративной и реконструктивной урологии, создаваемые методом лазерного 3D принтинга).


Literature

  1. Burks F.N., Santucci R.A. Management of iatrogenic ureteral injury. Ther. Adv. Urol. 2014;6(3):115–124.
  2. Lee R.A., Symmonds R.E., Williams T.J. Current status of genitourinary fistula. Obstet. Gynecol. 1988;72(3, Pt 1):313–319.
  3. Dowling R.A., Corriere J.N., Sandler C.M. Iatrogenic ureteral injury. J. Urol. 1986;135(5):912–915.
  4. St Lezin M.A., Stoller M.L. Surgical ureteral injuries. Urology. 1991;38(6):497–506.
  5. Gilmour D.T., Das S., Flowerdew G. Rates of urinary tract injury from gynecologic surgery and the role of intraoperative cystoscopy. Obstet. Gynecol. 2006;107(6):1366–1372.
  6. Elliott S.P., McAninch J.W. Ureteral injuries: external and iatrogenic. Urol. Clin. North Am. 2006;33(1):55–66.
  7. Halabi W.J., Jafari M.D., Nguyen V.Q., Carmichael J.C., Mills S., Pigazzi A., Stamos M.J. Ureteral injuries in colorectal surgery: an analysis of trends, outcomes, and risk factors over a 10-year period in the United States. Dis. Colon. Rectum. 2014;57(2):179–186.
  8. Kin C., Snyder K., Kiran R.P., Remzi F.H., Vogel J.D. Accidental puncture or laceration in colorectal surgery: a quality indicator or a complexity measure? Dis. Colon. Rectum. 2013;56(2):219–225.
  9. Ordon M., Schuler T.D., Honey R.J. Ureteral avulsion during contemporary ureteroscopic stone management: the scabbard avulsion». J. Endourol. 2011;25(8):1259–1262.
  10. Buglione M., Toninelli M., Pietta N., Ambrosi E., Filippini M., De Stefani A., Vitali E., De Tomasi D., Bertoni F., Caraffini B., Magrini S.M. Post-radiation pelvic disease and ureteral stenosis: physiopathology and evolution in the patient treated for cervical carcinoma. Review of the literature and experience of the Radium Institute. Arch. Ital. Urol. Androl. 2002;74(1):6–11.
  11. Knight R.B., Hudak S.J., Morey A.F. Strategies for open reconstruction of upper ureteral strictures. Urol. Clin. North Am. 2013;40(3):351–361.
  12. Fry D.E., Milholen L., Harbrecht P.J. Iatrogenic ureteral injury. Options in management. Arch. Surg. 1983;118(4):454–457.
  13. Smith A.D. Management of iatrogenic ureteral strictures after urological procedures. J. Urol. 1988;140(6):1372–1374.
  14. Глыбочко П., Аляев Ю., Газимиев М., Акопян Г., Руденко В., Иноятов Ж., Сорокин Н. Эндоскопические методы диагностики и лечения ятрогенных повреждений мочеточников и мочеточниково-влагалищных свищей. Медицинский вестник Башкортостана. 2011;6(2):231–234.
  15. Iwaszko M.R., Krambeck A.E., Chow G.K., Gettman M.T. ransureteroureterostomy revisited: long-term surgical outcomes. J. Urol. 2010;183(3):1055–1059.
  16. Mauck R.J., Hudak S.J., Terlecki R.P., Morey A.F. Central role of Boari bladder flap and downward nephropexy in upper ureteral reconstruction. J. Urol. 2011;186(4):1345–1349.
  17. Sutherland D.E., Williams S.B., Jarrett T.W. Laparoscopic renal descensus for upper tract reconstruction. J. Endourol. 2011;25(2):271–272.
  18. Matlaga B.R., Shah O.D., Singh D., Streem S.B., Assimos D.G. Ureterocalicostomy: a contemporary experience. Urology. 2005;65(1):42–44.
  19. Osman T., Eltahawy I., Fawaz K., Shoeib M., Elshawaf H., El Halaby R. Ureterocalicostomy for treatment of complex cases of ureteropelvic junction obstruction in adults. Urology. 2011;78(1):202–207.
  20. Галеев Р., Гильмутдинов Р., Назаров Д., Мартыненко С. Полное замещение мочеточника лоскутом мочевого пузыря (операция боари) после пересадки донорской почки. Урология. 2003;3:58–60.
  21. Лоран О., Синякова Л., Серегин А., Твердохлебов Н., Довлатов З., Текеев А. Оперативное лечение обширных лучевых повреждений мочевыводящих путей. Анналы хирургии. 2011;6:64–67.
  22. Комяков Б., Очеленко В., Стецик О., Николаев Н. Результаты аппендикоуретеропластики и операции боари у больных с сужениями тазовых отделов мочеточников. Медицинский вестник Башкортостана. 2013;8(2):100–103.
  23. Stein R., Rubenwolf P., Ziesel C., Kamal M.M., Thüroff J.W. Psoas hitch and Boari flap ureteroneocystostomy. BJU Int. 2013;112(1):137–155.
  24. Комяков Б., Очеленко В., Мизякин А., Николаев Н. Ближайшие и отдаленные осложнения кишечной реконструкции мочеточников. Профилактическая и клиническая медицина. 2012;2:25–30.
  25. Lazica D.A., Ubrig B., Brandt A.S., von Rundstedt F.C., Roth S. Ureteral substitution with reconfigured colon: long-term followup. J. Urol. 2012;187(2):542–548.
  26. Chung B.I., Hamawy K.J., Zinman L.N., Libertino J.A. The use of bowel for ureteral replacement for complex ureteral reconstruction: long-term results. J. Urol. 2006;175(1):179–183.
  27. Webster J.C., Lemoine J., Seigne J., Lockhart J., Bowers V. Renal autotransplantation for managing a short upper ureter or after ex vivo complex renovascular reconstruction. BJU Int. 2005;96(6):871–874.
  28. Wotkowicz C., Libertino J.A. Renal autotransplantation. BJU Int. 2004;93(3):253–257.
  29. Глыбочко П., Аляев Ю., Каабак М., Григорян В., Бабенко Н., Алексеева Т., Еникеев М., Абдусаламов А., Лобанов М. Аутотрансплантация почки при протяженных сужениях мочеточника. Анналы пластической, реконструктивной и эстетической хирургии. 2012;4:64–69.
  30. Sadhu S., Pandit K., Roy M.K., Bajoria S.K. Buccal mucosa ureteroplasty for the treatment of complex ureteric injury. Indian J. Surg. 2011;73(1):71–72.
  31. Kroepfl D., Loewen H., Klevecka V., Musch M. Treatment of long ureteric strictures with buccal mucosal grafts. BJU Int. 2010;105(10):1452–1455.
  32. Naude J.H. Buccal mucosal grafts in the treatment of ureteric lesions. BJU Int. 1999;83(7):751–754.
  33. Badawy A.A., Abolyosr A., Saleem M.D., Abuzeid A.M. Buccal mucosa graft for ureteral stricture substitution: initial experience. Urology. 2010;76(4):971–975.
  34. Трапезникова М., Базаев В., Шибаев А., Лукьянчиков А., Виноградов А. Заместительная пластика протяженных стриктур мочеточника аутотрансплантатом буккальной слизистой. Урология. 2014;2:16–19.
  35. de Jonge P.K., Simaioforidis V., Geutjes P.J., Oosterwijk E., Feitz W.F. Recent advances in ureteral tissue engineering. Curr. Urol. Rep. 2015;16(1):465.
  36. Palminteri E., Berdondini E., Fusco F., De Nunzio C., Salonia A. Long-term results of small intestinal submucosa graft in bulbar urethral reconstruction. Urology. 2012;79(3):695–701.
  37. Mantovani F., Tondelli E., Cozzi G., Abed E., Rahman D., Spinelli M.G., Oliva I., Finkelberg E., Talso M., Varisco D., Maggioni A., Rocco F. Reconstructive urethroplasty using porcine acellular matrix (SIS): evolution of the grafting technique and results of 10-year experience. Urologia. 2011;78(2):92–97.
  38. Engel O., Ram-Liebig G., Reiß P., Schwaiger B., Pfalzgraf D., Dahlem R., Fisch M. Tissue-engineered buccal mucosa urethroplasty. Outcome of our first 10 patients. J. Urol. 2012;187(4):e6.
  39. Fossum, M., Skikuniene J., Orrego A., Nordenskjöld A. Prepubertal follow-up after hypospadias repair with autologous in vitro cultured urothelial cells. Acta Paediatr. 2012;101(7):755–760.
  40. Bhargava S., Patterson J.M., Inman R.D., MacNeil S., Chapple C.R. Tissue-engineered buccal mucosa urethroplasty-clinical outcomes. Eur. Urol. 2008;53(6):1263–1269.
  41. Raya-Rivera A., Esquiliano D.R., Yoo J.J., Lopez-Bayghen E., Soker S., Atala A. Tissue-engineered autologous urethras for patients who need reconstruction: an observational study. Lancet. 2011;377(9772):1175–1182.
  42. Роговая О.С., Файзулин А.К., Демин Н.В. Применение клеточных технологий для реконструкции уретры в детской урологии. Андрология и генитальная хирургия. 2009;4:36–39.
  43. Drewa T., Chlosta P., Czajkowski R. Will tissue-engineered urinary bladders change indications for a laparoscopic cystectomy? Surg. Innov. 2010;17(4):295–299.
  44. Tachibana M., Nagamatsu G.R., Addonizio J.C. Ureteral replacement using collagen sponge tube grafts. J. Urol. 1985;133(5):866–869.
  45. Dahms S.E., Piechota H.J., Nunes L., Dahiya R., Lue T.F., Tanagho E.A. Free ureteral replacement in rats: regeneration of ureteral wall components in the acellular matrix graft. Urology. 1997;50(5):818–825.
  46. Baltaci S., Ozer G., Ozer E., Soygür T., Beşalti O., Anafarta K. Failure of ureteral replacement with Gore-Tex tube grafts. Urology. 1998;51(3):400–403.
  47. Sabanegh E.S., Downey J.R., Sago A.L. Long-segment ureteral replacement with expanded polytetrafluoroethylene grafts. Urology. 1996;48(2):312–316.
  48. Osman Y., Shokeir A., Gabr M., El-Tabey N., Mohsen T., El-Baz M. Canine ureteral replacement with long acellular matrix tube: is it clinically applicable? J. Urol. 2004;172(3):1151–1154.
  49. Liatsikos E.N., Dinlenc C.Z., Kapoor R., Bernardo N.O., Pikhasov D., Anderson A.E., Smith A.D. Ureteral reconstruction: small intestine submucosa for the management of strictures and defects of the upper third of the ureter. J. Urol. 2001;165(5):1719–1723.
  50. Smith T.G., 3rd, Gettman M., Lindberg G., Napper C., Pearle M.S., Cadeddu J.A. Ureteral replacement using porcine small intestine submucosa in a porcine model. Urology. 2002;60(5):931–934.
  51. Shalhav, A.L., Elbahnasy A.M., Bercowsky E., Kovacs G., Brewer A., Maxwell K.L., McDougall E.M., Clayman R.V. Laparoscopic replacement of urinary tract segments using biodegradable materials in a large-animal model. J. Endourol. 1999;13(4):241–244.
  52. Duchene D.A., Jacomides L., Ogan K., Lindberg G., Johnson B.D., Pearle M.S., Cadeddu J.A. Ureteral replacement using small-intestinal submucosa and a collagen inhibitor in a porcine model. J. Endourol. 2004;18(5):507–511.
  53. Sofer M., Rowe E., Forder D.M., Denstedt J.D. Ureteral segmental replacement using multilayer porcine small-intestinal submucosa. J. Endourol. 2002;16(1):27–31.
  54. El-Assmy A., Hafez A.T., El-Sherbiny M.T., El-Hamid M.A., Mohsen T., Nour E.M., Bazeed M. Use of single layer small intestinal submucosa for long segment ureteral replacement: a pilot study. J. Urol. 2004;171(5):1939–1942.
  55. El-Hakim A., Marcovich R., Chiu K.Y., Lee B.R., Smith A.D. First prize: ureteral segmental replacement revisited. J. Endourol. 2005;19(9):1069–1074.
  56. Xu Y., Fu W., Li G., Shi J., Tan H., Hu K., Cui F., Lin Q., Zhang X. Autologous urothelial cells transplantation onto a prefabricated capsular stent for tissue engineered ureteral reconstruction. J. Mater. Sci Mater. Med. 2012;23(4):1119–1128.
  57. Shi J.G., Fu W.J., Wang X.X., Xu Y.D., Li G., Hong B.F., Wang Y., Du Z.Y., Zhang X. Tissue engineering of ureteral grafts by seeding urothelial differentiated hADSCs onto biodegradable ureteral scaffolds. J. Biomed. Mater. Res. A. 2012;100(10):2612–2622.
  58. Fu W.J., Xu Y.D., Wang Z.X., Li G., Shi J.G., Cui F.Z., Zhang Y., Zhang X. New ureteral scaffold constructed with composite poly(L-lactic acid)-collagen and urothelial cells by new centrifugal seeding system. J. Biomed. Mater. Res. A. 2012;100(7):1725–1733.
  59. Zhang J., Gu G.L., Liu G.H., Jiang J.T., Xia S.J., Sun J., Zhu Y.J., Zhu J. Ureteral reconstruction using autologous tubular grafts for the management of ureteral strictures and defects: an experimental study. Urol. Int. 2012;88(1):60–65.
  60. Matsunuma H., Kagami H., Narita Y., Hata K., Ono Y., Ohshima S., Ueda M. Constructing a tissue-engineered ureter using a decellularized matrix with cultured uroepithelial cells and bone marrow-derived mononuclear cells. Tissue Eng. 2006;12(3):509–518.
  61. Zhao Z., Yu H., Xiao F., Wang X., Yang S., Li S. Differentiation of adipose-derived stem cells promotes regeneration of smooth muscle for ureteral tissue engineering. J. Surg. Res. 2012;178(1):55–62.
  62. Kloskowski T., Jundziłł A., Kowalczyk T., Nowacki M., Bodnar M., Marszałek A., Pokrywczyńska M., Frontczak-Baniewicz M., Kowalewski T.A., Chłosta P., Drewa T. Ureter regeneration-the proper scaffold has to be defined. PLoS One. 2014;9(8):e106023.
  63. Engel O., de Petriconi R., Volkmer B.G., Gust K.M., Mani J., Haferkamp A., Hautmann R.E., Bartsch G. The feasibility of ureteral tissue engineering using autologous veins: an orthotopic animal model with long term results. J. Negat. Results Biomed. 2014;13(1):17.
  64. Nuininga J.E., Koens M.J., Tiemessen D.M., Oosterwijk E., Daamen W.F., Geutjes P.J., van Kuppevelt T.H., Feitz W.F. Urethral reconstruction of critical defects in rabbits using molecularly defined tubular type I collagen biomatrices: key issues in growth factor addition. Tissue Eng. Part A. 2010;16(11):3319–3328.
  65. Dalmose A.L., Hvistendahl J.J., Olsen L.H., Eskild-Jensen A., Djurhuus J.C., Swindle M.M. Surgically induced urologic models in swine. J. Invest. Surg. 2000;13(3):133–145.
  66. Swindle M.M., Smith A.C., Goodrich J.A. Chronic cannulation and fistulization procedures in swine: a review and recommendations. J. Invest. Surg. 1998;11(1):7–20.


About the Autors

Correspondence author: D.V. Butnaru – e-mail: butnaru_dv@mail.ru


Similar Articles

Back to Content

Бионика Медиа